علوم اعصاب پروس؛ تنوع سلولی در دستگاه عصبی و مدارهای عصبی

Cellular Diversity in the Nervous System

Although the cellular constituents of the human nervous system are in many ways similar to those of other organs, they are unusual in their extraordinary diversity. The human brain is estimated to contain about 86 billion neurons and at least that many glia. Among these two overall groups, the nervous system has a greater range of distinct cell types—whether categorized by morphology, molecular identity, or physiological role—than any other organ system (a fact that presumably explains why, as mentioned at the start of this chapter, so many different genes are expressed in the nervous system).

تنوع سلولی در سیستم عصبی

اگرچه اجزای سلولی سیستم عصبی انسان از بسیاری جهات شبیه به اجزای سایر اندام‌ها هستند، اما تنوع فوق‌العاده آنها غیرمعمول است. تخمین زده می‌شود که مغز انسان حدود ۸۶ میلیارد نورون و حداقل به همین تعداد گلیا داشته باشد. در میان این دو گروه کلی، سیستم عصبی طیف وسیع‌تری از انواع سلول‌های متمایز – چه بر اساس مورفولوژی، هویت مولکولی یا نقش فیزیولوژیکی – نسبت به هر سیستم اندام دیگری دارد (واقعیتی که احتمالاً توضیح می‌دهد که چرا، همانطور که در ابتدای این فصل ذکر شد، ژن‌های بسیار متفاوتی در سیستم عصبی بیان می‌شوند).

For much of the twentieth century, neuroscientists relied on the set of techniques developed by Cajal, Golgi, and other pioneers of histology (the microscopic analysis of cells and tissues) and pathology to describe and categorize the cell types in the nervous system. The staining method named for Golgi permitted visualization of individual nerve cells and their processes that had been impregnated, seemingly randomly, with silver salts (Figure 1.6A,B). More recently, fluorescent dyes and other soluble molecules injected into single neurons—often after physiological recording to identify the function of the cell—have provided more informative approaches  to visualizing single nerve cells and their processes (Figure 1.6C,D). Today, many studies depend on molecular and genetic methods to introduce genes for fluorescent proteins that can fully label a neuron or glial cell and its processes. Additional methods use antibodies that label specific neuronal and glial components. Finally, nucleic acid probes with complimentary sequences can detect mRNAs that encode genes expressed in neurons or glia using a method called in situ hybridization (see Figure 1.6 and 1.14).

در بیشتر قرن بیستم، دانشمندان علوم اعصاب برای توصیف و طبقه‌بندی انواع سلول‌ها در سیستم عصبی به مجموعه‌ای از تکنیک‌های توسعه‌یافته توسط کاخال، گلژی و دیگر پیشگامان بافت‌شناسی (آنالیز میکروسکوپی سلول‌ها و بافت‌ها) و آسیب‌شناسی متکی بودند. روش رنگ‌آمیزی که به نام گلژی نامگذاری شده بود، امکان تجسم سلول‌های عصبی منفرد و فرآیندهای آنها را که ظاهراً به طور تصادفی با نمک‌های نقره آغشته شده بودند، فراهم می‌کرد (شکل 1.6A، B). اخیراً، رنگ‌های فلورسنت و سایر مولکول‌های محلول که به نورون‌های منفرد تزریق می‌شوند – اغلب پس از ثبت فیزیولوژیکی برای شناسایی عملکرد سلول – رویکردهای آموزنده‌تری را برای تجسم سلول‌های عصبی منفرد و فرآیندهای آنها فراهم کرده‌اند (شکل 1.6C، D). امروزه، بسیاری از مطالعات به روش‌های مولکولی و ژنتیکی برای معرفی ژن‌های پروتئین‌های فلورسنت که می‌توانند یک نورون یا سلول گلیال و فرآیندهای آن را به طور کامل برچسب‌گذاری کنند، وابسته هستند. روش‌های اضافی از آنتی‌بادی‌هایی استفاده می‌کنند که اجزای خاص نورونی و گلیال را برچسب‌گذاری می‌کنند. در نهایت، کاوشگرهای اسید نوکلئیک با توالی‌های مکمل می‌توانند mRNAهایی را که ژن‌های بیان‌شده در نورون‌ها یا گلیا را رمزگذاری می‌کنند، با استفاده از روشی به نام هیبریداسیون درجا (شکل‌های 1.6 و 1.14 را ببینید) شناسایی کنند.

As a complement to these methods (which provide a sample of specific subsets of neurons and glia), other stains reveal the distribution of all cell bodies—but not their processes or connections—in neural tissue. The widely used Nissl method is one example; this technique stains the nucleolus and other structures (e.g., ribosomes) where DNA or RNA is found (Figure 1.6E). Such stains demonstrate that the size, density, and distribution of the total population of nerve cells are not uniform within the brain. In some regions, such as the cerebral cortex, cells are arranged in layers (Figure 1.6F,G), each of which is defined by differences in cell density. Structures such as the olfactory bulbs display even more complicated  arrangements of cell bodies (Figure 1.6H).

به عنوان مکمل این روش‌ها (که نمونه‌ای از زیرمجموعه‌های خاص نورون‌ها و گلیاها را ارائه می‌دهند)، رنگ‌آمیزی‌های دیگر، توزیع تمام اجسام سلولی – اما نه زوائد یا اتصالات آنها – را در بافت عصبی نشان می‌دهند. روش نیسل که به طور گسترده مورد استفاده قرار می‌گیرد، یکی از این نمونه‌هاست. این تکنیک، هستک و سایر ساختارها (مانند ریبوزوم‌ها) را که DNA یا RNA در آنها یافت می‌شود، رنگ‌آمیزی می‌کند (شکل 1.6E). چنین رنگ‌آمیزی‌هایی نشان می‌دهند که اندازه، تراکم و توزیع کل جمعیت سلول‌های عصبی در مغز یکنواخت نیست. در برخی مناطق، مانند قشر مغز، سلول‌ها به صورت لایه‌هایی مرتب شده‌اند (شکل 1.6F، G)، که هر یک از آنها با تفاوت در تراکم سلولی تعریف می‌شوند. ساختارهایی مانند پیازهای بویایی، چیدمان‌های پیچیده‌تری از اجسام سلولی را نشان می‌دهند (شکل 1.6H).

FIGURE 1.6 Visualizing nerve cells. (A) Cortical neurons stained using the Golgi method (impregnation with silver salts).Golgi-stained Purkinje cells in the cerebellum. Purkinje cells have a single, highly branched apical dendrite (as diagrammed in Figure 2F). (C) Intracellular injection of fluorescent dye labels two retinal neurons that vary dramatically in the size and extent of their dendritic arborizations. (D) Intracellular injection of an enzyme labels a neuron in a ganglion of the autonomic (involuntary) nervous system. (E) The dye cresyl violet stains RNA in all cells in a tissue, labeling the nucleolus (but not the nucleus) as well as the ribosome-rich endoplasmic reticulum. Dendrites and axons are not labeled, which explains the “blank” spaces between these  neurons. (F) Nissl-stained section of the cerebral cortex reveals lamination—cell bodies arranged in layers of differing densities. The different laminar densities define boundaries between cortical areas with distinct functions. (G) Higher magnification of the primary visual cortex, seen on the left side of panel (F). Differences in cell density define the laminae of the primary visual cortex and differentiate this region from other cerebral cortical areas. (H) Nissl stain of the olfactory bulbs reveals a distinctive distribution of cell bodies, particularly those cells arranged in rings on each bulb’s outer surface. These structures, including the cell-sparse tissue contained within each ring, are called glomeruli. (C courtesy of C. J. Shatz; all others courtesy of A.-S. LaMantia and D. Purves.)

شکل ۱.۶ تجسم سلول‌های عصبی. (الف) نورون‌های قشری رنگ‌آمیزی شده با استفاده از روش گلژی (آغشته‌سازی با نمک‌های نقره). سلول‌های پورکنژ رنگ‌آمیزی شده با گلژی در مخچه. سلول‌های پورکنژ یک دندریت رأسی واحد و بسیار منشعب دارند (مطابق نمودار در شکل ۲F). (ج) تزریق درون سلولی رنگ فلورسنت، دو نورون شبکیه را که از نظر اندازه و وسعت شاخه‌بندی‌های دندریتی خود به طور چشمگیری متفاوت هستند، برچسب‌گذاری می‌کند. (د) تزریق درون سلولی یک آنزیم، یک نورون را در یک گانگلیون سیستم عصبی خودکار (غیرارادی) برچسب‌گذاری می‌کند. (ه) رنگ کرزیل ویولت، RNA را در تمام سلول‌های یک بافت رنگ‌آمیزی می‌کند و هستک (اما نه هسته) و همچنین شبکه آندوپلاسمی غنی از ریبوزوم را برچسب‌گذاری می‌کند. دندریت‌ها و آکسون‌ها برچسب‌گذاری نشده‌اند، که فضاهای “خالی” بین این نورون‌ها را توضیح می‌دهد. (و) برش رنگ‌آمیزی شده با نیسل از قشر مغز، لایه‌بندی را نشان می‌دهد – اجسام سلولی که در لایه‌هایی با تراکم‌های مختلف چیده شده‌اند. تراکم‌های لایه‌ای مختلف، مرزهای بین نواحی قشری با عملکردهای متمایز را تعریف می‌کنند. (ز) بزرگنمایی بیشتر قشر بینایی اولیه، که در سمت چپ تصویر دیده می‌شود (و). تفاوت در تراکم سلولی، لایه‌های قشر بینایی اولیه را تعریف می‌کند و این ناحیه را از سایر نواحی قشری مغز متمایز می‌کند. (ح) رنگ‌آمیزی نیسل از پیازهای بویایی، توزیع متمایزی از اجسام سلولی، به ویژه سلول‌هایی که به صورت حلقه‌هایی روی سطح بیرونی هر پیاز چیده شده‌اند را نشان می‌دهد. این ساختارها، از جمله بافت کم‌حجم سلولی موجود در هر حلقه، گلومرول نامیده می‌شوند. (ج با احترام از سی. جی. شاتز؛ سایر موارد با احترام از ای.-اس. لامانتیا و دی. پوروز.)

Additional approaches, detailed later in the chapter, have further defined the differences among nerve cells from region to region. These include the identification of how subsets of neurons are connected to one another, and how molecular differences further distinguish classes of nerve cells in various brain regions (see Figure 1.14). The cellular diversity of the human nervous system apparent today presumably reflects the increasingly complex networks and behaviors that have arisen over the span of mammalian evolution.

رویکردهای اضافی، که بعداً در این فصل به تفصیل شرح داده شده‌اند، تفاوت‌های بین سلول‌های عصبی را از منطقه‌ای به منطقه دیگر بیشتر تعریف کرده‌اند. این رویکردها شامل شناسایی چگونگی اتصال زیرمجموعه‌های نورون‌ها به یکدیگر و چگونگی تمایز بیشتر طبقات سلول‌های عصبی در مناطق مختلف مغز توسط تفاوت‌های مولکولی است (شکل ۱.۱۴ را ببینید). تنوع سلولی آشکار سیستم عصبی انسان امروزه احتمالاً منعکس کننده شبکه‌ها و رفتارهای فزاینده پیچیده‌ای است که در طول تکامل پستانداران پدید آمده‌اند.

Neural Circuits

Neurons never function in isolation; they are organized into ensembles called neural circuits that process specific kinds of information. The synaptic connections that underlie neural circuits are typically made in a dense tangle of dendrites, axon terminals, and glial cell processes that together constitute what is called neuropil (Greek pilos, “felt”; see Figure 1.3C). The neuropil constitutes the regions between nerve cell bodies where most synaptic connectivity occurs (see Figure 1.14D).

مدارهای عصبی

نورون‌ها هرگز به صورت جداگانه عمل نمی‌کنند؛ آن‌ها در گروه‌هایی به نام مدارهای عصبی سازماندهی شده‌اند که انواع خاصی از اطلاعات را پردازش می‌کنند. اتصالات سیناپسی که زیربنای مدارهای عصبی هستند، معمولاً در یک درهم‌تنیدگی متراکم از دندریت‌ها، پایانه‌های آکسون و زوائد سلول گلیال ساخته می‌شوند که در کنار هم چیزی را تشکیل می‌دهند که نوروپیل نامیده می‌شود (pilos یونانی، “احساس”؛ به شکل 1.3C مراجعه کنید). نوروپیل مناطقی را بین اجسام سلول‌های عصبی تشکیل می‌دهد که بیشترین اتصال سیناپسی در آن‌ها رخ می‌دهد (به شکل 1.14D مراجعه کنید).

Although the arrangement of neural circuits varies greatly according to the function served, some features are characteristic of all such ensembles. Preeminent is the direction of information flow in any particular circuit, which is obviously essential to understanding its purpose. Nerve cells that carry information from the periphery toward the brain or spinal cord (or deeper centrally within the spinal cord and brain) are called afferent neurons; nerve cells that carry information away from the brain or spinal cord (or away from the circuit in question) are efferent neurons. Interneurons (local circuit neurons; see above) participate only in the local aspects of a circuit, based on the short distances over which their axons extend. These three functional classes—afferent neurons, efferent neurons, and interneurons—are the basic constituents of all neural circuits.

اگرچه چیدمان مدارهای عصبی بسته به عملکردشان بسیار متفاوت است، اما برخی ویژگی‌ها مشخصه همه این مجموعه‌ها هستند. نکته برجسته، جهت جریان اطلاعات در هر مدار خاص است که بدیهی است برای درک هدف آن ضروری است. سلول‌های عصبی که اطلاعات را از محیط به سمت مغز یا نخاع (یا عمیق‌تر در مرکز نخاع و مغز) حمل می‌کنند، نورون‌های آوران نامیده می‌شوند. سلول‌های عصبی که اطلاعات را از مغز یا نخاع (یا از مدار مورد نظر) دور می‌کنند، نورون‌های وابران هستند. نورون‌های رابط (نورون‌های مدار محلی؛ به بالا مراجعه کنید) فقط در جنبه‌های محلی یک مدار، بر اساس فواصل کوتاهی که آکسون‌های آنها امتداد دارند، شرکت می‌کنند. این سه دسته عملکردی – نورون‌های آوران، نورون‌های وابران و نورون‌های رابط – اجزای اساسی همه مدارهای عصبی هستند.

A simple example of a neural circuit is one that mediates the myotatic reflex, commonly known as the knee-jerk reflex (Figure 1.7). The afferent neurons that control the reflex are sensory neurons whose cell bodies lie in the dorsal root ganglia and send axons peripherally that terminate in sensory endings in skeletal muscles. (The ganglia that serve this same function for much of the head and neck are called cranial nerve ganglia; see the Appendix.) The central axons of these sensory neurons enter the spinal cord, where they terminate on a variety of central neurons concerned with the regulation of muscle tone—most obviously on the motor neurons that determine the activity of the related muscles. The motor neurons in the circuits are the efferent neurons, one group projecting to the flexor muscles in the limb, and the other to extensor muscles. Spinal cord interneurons are the third element of the circuit. The interneurons receive synaptic contacts from sensory afferent neurons and make synapses on the efferent motor neurons that project to the flexor muscles; thus, they are capable of modulating the input–output linkage. The excitatory synaptic connections between the sensory afferents and the extensor efferent motor neurons cause the extensor muscles to contract; at the same time, interneurons activated by the afferents are inhibitory, and their activation diminishes electrical activity in flexor efferent motor neurons and causes the flexor muscles to become less active. The result is a complementary activation and inactivation of the synergistic and antagonistic muscles that control the position of the leg.

یک مثال ساده از یک مدار عصبی، مداری است که واسطه رفلکس میوتاتیک است که معمولاً به عنوان رفلکس حرکت ناگهانی زانو شناخته می‌شود (شکل 1.7). نورون‌های آورانی که این رفلکس را کنترل می‌کنند، نورون‌های حسی هستند که جسم سلولی آنها در گانگلیون‌های ریشه پشتی قرار دارد و آکسون‌هایی را به صورت محیطی می‌فرستند که به انتهای حسی در عضلات اسکلتی ختم می‌شوند. (گانگلیون‌هایی که همین عملکرد را برای بخش زیادی از سر و گردن انجام می‌دهند، گانگلیون‌های عصبی جمجمه‌ای نامیده می‌شوند؛ به پیوست مراجعه کنید.) آکسون‌های مرکزی این نورون‌های حسی وارد نخاع می‌شوند، جایی که به انواع نورون‌های مرکزی مربوط به تنظیم تون عضلانی ختم می‌شوند – که واضح‌ترین آنها نورون‌های حرکتی هستند که فعالیت عضلات مرتبط را تعیین می‌کنند. نورون‌های حرکتی در مدارها، نورون‌های وابران هستند که یک گروه به عضلات خم‌کننده در اندام و گروه دیگر به عضلات بازکننده امتداد دارند. نورون‌های رابط نخاع عنصر سوم مدار هستند. نورون‌های رابط از نورون‌های آوران حسی تماس‌های سیناپسی دریافت می‌کنند و روی نورون‌های حرکتی وابران که به عضلات خم‌کننده امتداد دارند، سیناپس می‌سازند. بنابراین، آنها قادر به تعدیل پیوند ورودی-خروجی هستند. اتصالات سیناپسی تحریکی بین آوران‌های حسی و نورون‌های حرکتی بازکننده-وابران باعث انقباض عضلات بازکننده می‌شوند؛ در عین حال، نورون‌های رابط فعال شده توسط آوران‌ها مهاری هستند و فعال شدن آنها فعالیت الکتریکی را در نورون‌های حرکتی خم‌کننده-وابران کاهش می‌دهد و باعث می‌شود عضلات خم‌کننده کمتر فعال شوند. نتیجه، فعال و غیرفعال شدن مکمل عضلات سینرژیک و آنتاگونیست است که موقعیت پا را کنترل می‌کنند.

FIGURE 1.7 The knee-jerk response, a simple reflex circuit. Formally known as the myotatic reflex, this response illustrates several points about the functional organization of neural circuits. Stimulation of peripheral sensors (a muscle stretch receptor in this case) initiates receptor potentials that trigger action potentials that travel centrally along the afferent axons of the sensory neurons. This information stimulates spinal motor neurons by means of synaptic contacts. The action potentials triggered by the synaptic potential in motor neurons travel peripherally in efferent axons, giving rise to muscle contraction and a behavioral response. One of the purposes of this particular reflex is to help maintain an upright posture in the face of unexpected changes (such as tripping).

شکل ۱.۷ پاسخ تکان ناگهانی زانو، یک مدار رفلکس ساده. این پاسخ که قبلاً با عنوان رفلکس میوتاتیک شناخته می‌شد، چندین نکته را در مورد سازماندهی عملکردی مدارهای عصبی نشان می‌دهد. تحریک حسگرهای محیطی (در این مورد، گیرنده کشش عضله) پتانسیل‌های گیرنده‌ای را آغاز می‌کند که پتانسیل‌های عملی را ایجاد می‌کنند که به صورت مرکزی در امتداد آکسون‌های آوران نورون‌های حسی حرکت می‌کنند. این اطلاعات نورون‌های حرکتی نخاعی را از طریق تماس‌های سیناپسی تحریک می‌کند. پتانسیل‌های عملی که توسط پتانسیل سیناپسی در نورون‌های حرکتی ایجاد می‌شوند، به صورت محیطی در آکسون‌های وابران حرکت می‌کنند و باعث انقباض عضلات و یک پاسخ رفتاری می‌شوند. یکی از اهداف این رفلکس خاص، کمک به حفظ حالت ایستاده در مواجهه با تغییرات غیرمنتظره (مانند زمین خوردن) است.

A more detailed picture of the events underlying the myotatic or any other neural circuit can be obtained by electrophysiological recording, which measures the electrical activity of a nerve cell. There are two approaches to this method: extracellular recording, where an electrode is placed near the nerve cell of interest to detect its activity; and intracellular recording, where the electrode is placed inside the cell of interest. Extracellular recording is particularly useful for detecting temporal patterns of action potential activity and relating those patterns to stimulation by other inputs, or to specific behavioral events. Intracellular recording can detect the smaller, graded changes in electrical potential that trigger action potentials, and thus allows a more detailed analysis of communication among neurons within a circuit. These graded triggering potentials can arise at either sensory receptors or synapses and are called receptor potentials or synaptic potentials, respectively.

تصویر دقیق‌تری از رویدادهای زیربنایی مدار عصبی میوتاتیک یا هر مدار عصبی دیگر را می‌توان با ثبت الکتروفیزیولوژیکی به دست آورد که فعالیت الکتریکی یک سلول عصبی را اندازه‌گیری می‌کند. دو رویکرد برای این روش وجود دارد: ثبت خارج سلولی، که در آن یک الکترود در نزدیکی سلول عصبی مورد نظر قرار می‌گیرد تا فعالیت آن را تشخیص دهد؛ و ثبت درون سلولی، که در آن الکترود در داخل سلول مورد نظر قرار می‌گیرد. ثبت خارج سلولی به ویژه برای تشخیص الگوهای زمانی فعالیت پتانسیل عمل و مرتبط کردن آن الگوها با تحریک توسط ورودی‌های دیگر یا با رویدادهای رفتاری خاص مفید است. ثبت درون سلولی می‌تواند تغییرات کوچک‌تر و درجه‌بندی‌شده در پتانسیل الکتریکی را که پتانسیل‌های عمل را تحریک می‌کنند، تشخیص دهد و بنابراین امکان تجزیه و تحلیل دقیق‌تری از ارتباط بین نورون‌ها در یک مدار را فراهم می‌کند. این پتانسیل‌های درجه‌بندی‌شده تحریک می‌توانند در گیرنده‌های حسی یا سیناپس‌ها ایجاد شوند و به ترتیب پتانسیل‌های گیرنده یا پتانسیل‌های سیناپسی نامیده می‌شوند.

For the myotatic circuit, electrical activity can be measured both extracellularly and intracellularly, thus defining the functional relationships among the neurons in the circuit. With electrodes placed near—but still outside—   individual cells, the pattern of action potential activity can be recorded extracellularly for each element of the circuit (afferents, efferents, and interneurons) before, during, and after a stimulus (Figure 1.8). By comparing the onset, duration, and frequency of action potential activity in each cell, a functional picture of the circuit emerges. Using intracellular recording, it is possible to observe directly the changes in membrane potential underlying the synaptic connections of each element of the myotatic reflex (or any other) circuit (Figure 1.9).

برای مدار میوتاتیک، فعالیت الکتریکی را می‌توان هم به صورت خارج سلولی و هم به صورت داخل سلولی اندازه‌گیری کرد و بدین ترتیب روابط عملکردی بین نورون‌های موجود در مدار را تعریف کرد. با قرار دادن الکترودها در نزدیکی – اما همچنان خارج از – سلول‌های منفرد، الگوی فعالیت پتانسیل عمل را می‌توان به صورت خارج سلولی برای هر عنصر مدار (آوران‌ها، وابران‌ها و نورون‌های رابط) قبل، حین و بعد از یک محرک ثبت کرد (شکل 1.8). با مقایسه شروع، مدت و فراوانی فعالیت پتانسیل عمل در هر سلول، یک تصویر عملکردی از مدار پدیدار می‌شود. با استفاده از ثبت درون سلولی، می‌توان تغییرات پتانسیل غشایی زیربنایی اتصالات سیناپسی هر عنصر از رفلکس میوتاتیک (یا هر مدار دیگر) را مستقیماً مشاهده کرد (شکل 1.9).

FIGURE 1.8 Extracellular recording shows the relative frequency and pattern of action potentials in neurons that form the neural circuits for the myotatic reflex. Action potentials are indicated by individual vertical lines. As a result of the stimulus, the sensory neuron is triggered to fire at higher frequency (i.e., more action potentials per unit of time). This increase triggers a higher frequency of action potentials in both the extensor motor neurons and the interneurons. Concurrently, the inhibitory synapses made by the interneurons onto the flexor motor neurons cause the frequency of action potentials in these cells to decline.

شکل ۱.۸ ثبت خارج سلولی، فراوانی نسبی و الگوی پتانسیل‌های عمل در نورون‌هایی را نشان می‌دهد که مدارهای عصبی رفلکس میوتاتیک را تشکیل می‌دهند. پتانسیل‌های عمل توسط خطوط عمودی مجزا نشان داده شده‌اند. در نتیجه محرک، نورون حسی با فرکانس بالاتر (یعنی پتانسیل‌های عمل بیشتر در واحد زمان) تحریک می‌شود. این افزایش، فرکانس بالاتری از پتانسیل‌های عمل را هم در نورون‌های حرکتی بازکننده و هم در نورون‌های رابط ایجاد می‌کند. همزمان، سیناپس‌های مهاری ساخته شده توسط نورون‌های رابط بر روی نورون‌های حرکتی خم‌کننده باعث کاهش فراوانی پتانسیل‌های عمل در این سلول‌ها می‌شوند.

FIGURE 1.9 Intracellularly recorded responses underlying the myotatic reflex.(A) Action potential measured in a sensory neuron. (B) Postsynaptic potential recorded in an extensor motor neuron. (C) Postsynaptic potential recorded in an interneuron. (D) Postsynaptic potential recorded in a flexor motor neuron. Such intracellular recordings are the basis for understanding the cellular mechanisms of action potential generation, and the sensory receptor and synaptic potentials that trigger these conducted signals.

شکل ۱.۹ پاسخ‌های ثبت‌شده درون سلولی مربوط به رفلکس میوتاتیک. (الف) پتانسیل عمل اندازه‌گیری‌شده در یک نورون حسی. (ب) پتانسیل پس‌سیناپسی ثبت‌شده در یک نورون حرکتی بازکننده. (ج) پتانسیل پس‌سیناپسی ثبت‌شده در یک نورون بینابینی. (د) پتانسیل پس‌سیناپسی ثبت‌شده در یک نورون حرکتی خم‌کننده. چنین ثبت‌های درون سلولی مبنای درک مکانیسم‌های سلولی تولید پتانسیل عمل و گیرنده‌های حسی و پتانسیل‌های سیناپسی هستند که این سیگنال‌های هدایت‌شده را تحریک می‌کنند.

Other Ways to Study Neural Circuits

Recent technological advances allow the activity of entire populations of neurons to be monitored. One approach, known as calcium imaging, records the transient changes in intracellular concentration of calcium ions (see Chapter 7) that are associated with action potential firing (Figure 1.10). Because calcium channels establish currents that lead to voltage changes in neurons, and because calcium is an important second messenger, methods that rely on changes in fluorescence intensity caused by electrical activity can visualize neuronal activity in large numbers of individual cells based on calcium transients in the cells’ cytoplasm. A related approach uses voltage-sensitive fluorescent dyes that insert into the neuronal plasma membrane and report on the transmembrane potential, thereby imaging the consequences of action potentials and other electrical signals in many neurons at once. Calcium indicators or voltage-sensitive dyes can be introduced directly into neurons in living slices or into primary cultured neurons based on their osmotic properties in solution. In addition, viral vectors can be used to transfect subpopulations of cells, either in living tissue slices or in the intact brain in a living animal. Finally, genes that encode calciumor voltage-sensitive proteins can be introduced into transgenic animals for more precise control of where and when the proteins are available for measuring activity in the living animal.

روش‌های دیگر برای مطالعه مدارهای عصبی

پیشرفت‌های اخیر فناوری امکان نظارت بر فعالیت کل جمعیت‌های نورون‌ها را فراهم می‌کند. یک رویکرد، که به عنوان تصویربرداری کلسیم شناخته می‌شود، تغییرات گذرا در غلظت درون سلولی یون‌های کلسیم (به فصل 7 مراجعه کنید) را که با شلیک پتانسیل عمل مرتبط هستند، ثبت می‌کند (شکل 1.10). از آنجا که کانال‌های کلسیم جریان‌هایی را ایجاد می‌کنند که منجر به تغییرات ولتاژ در نورون‌ها می‌شوند و از آنجا که کلسیم یک پیام‌رسان ثانویه مهم است، روش‌هایی که به تغییرات شدت فلورسانس ناشی از فعالیت الکتریکی متکی هستند، می‌توانند فعالیت نورونی را در تعداد زیادی از سلول‌های منفرد بر اساس گذارهای کلسیم در سیتوپلاسم سلول‌ها تجسم کنند. یک رویکرد مرتبط از رنگ‌های فلورسنت حساس به ولتاژ استفاده می‌کند که وارد غشای پلاسمایی نورون می‌شوند و پتانسیل غشایی را گزارش می‌دهند و در نتیجه پیامدهای پتانسیل‌های عمل و سایر سیگنال‌های الکتریکی را در بسیاری از نورون‌ها به طور همزمان تصویربرداری می‌کنند. شاخص‌های کلسیم یا رنگ‌های حساس به ولتاژ را می‌توان مستقیماً به نورون‌ها در برش‌های زنده یا به نورون‌های کشت‌شده اولیه بر اساس خواص اسمزی آنها در محلول وارد کرد. علاوه بر این، می‌توان از ناقل‌های ویروسی برای انتقال زیرجمعیت‌هایی از سلول‌ها، چه در برش‌های بافت زنده و چه در مغز سالم یک حیوان زنده، استفاده کرد. در نهایت، ژن‌هایی که پروتئین‌های حساس به کلسیم یا ولتاژ را کد می‌کنند، می‌توانند به حیوانات تراریخته وارد شوند تا کنترل دقیق‌تری بر مکان و زمان در دسترس بودن پروتئین‌ها برای اندازه‌گیری فعالیت در حیوان زنده داشته باشند.

FIGURE 1.10 Imaging cortical neurons responding to visual stimuli using calcium-sensitive dyes. (A) The imaging was done in a live mouse presented with visual stimuli at different orientations (a horizontally oriented series of high-contrast stripes is shown here). A small “window” of bone was removed over the visual cortex for application of the dyes and subsequent imaging; changes in fluorescence intensity were detected using a microscope with the objective over the exposed cortical surface. (LGN = lateral geniculate nucleus; V1 = primary visual cortex.) (B) The change in fluorescence intensity (∆ F/F [%]) of four cells imaged this way while the mouse viewed stripes in the orientations shown at the top of the graphs, moving in directions indicated by the arrows (numbers 1–4 on the graphs identify the cells, which can be localized in C). Each separate graph shows the response over time of one cortical cell. In each graph, the peaks in fluorescence signal indicate robust responses when the cell’s preferred stimulus orientation was presented; little response was elicited by nonpreferred stimuli. (C) The distribution of cells with preferred responses to stripes oriented at different angles (colors indicate preferred orientation). Activated cells preferring different orientations were interspersed, with each orientation represented by several cells in different positions within this small cortical area. (A from Mank, et al., 2008; B,C from Ohki et al., 2005.)

شکل ۱.۱۰ تصویربرداری از نورون‌های قشر مغز که به محرک‌های بصری با استفاده از رنگ‌های حساس به کلسیم پاسخ می‌دهند. (الف) تصویربرداری در یک موش زنده که در جهت‌های مختلف محرک‌های بصری ارائه شده بود، انجام شد (یک سری نوارهای افقی با کنتراست بالا در اینجا نشان داده شده است). یک “پنجره” کوچک از استخوان روی قشر بینایی برای اعمال رنگ‌ها و تصویربرداری بعدی برداشته شد. تغییرات در شدت فلورسانس با استفاده از میکروسکوپ با عدسی شیئی روی سطح قشری در معرض دید، شناسایی شد. (LGN = هسته زانویی جانبی؛ V1 = قشر بینایی اولیه.) (ب) تغییر در شدت فلورسانس (∆ F/F [%]) از چهار سلول که به این روش تصویربرداری شده‌اند در حالی که موش نوارهایی را در جهت‌های نشان داده شده در بالای نمودارها مشاهده می‌کرد، در جهت‌هایی که توسط فلش‌ها نشان داده شده است حرکت می‌کردند (اعداد ۱ تا ۴ روی نمودارها سلول‌ها را مشخص می‌کنند که می‌توان آنها را در C محلی‌سازی کرد). هر نمودار جداگانه پاسخ یک سلول قشر مغز را در طول زمان نشان می‌دهد. در هر نمودار، قله‌های سیگنال فلورسانس نشان دهنده پاسخ‌های قوی هنگام ارائه جهت محرک ترجیحی سلول است. پاسخ کمی توسط محرک‌های غیرترجیحی ایجاد شد. (ج) توزیع سلول‌هایی با پاسخ‌های ترجیحی به نوارهای جهت‌دار در زوایای مختلف (رنگ‌ها نشان‌دهنده جهت‌گیری ترجیحی هستند). سلول‌های فعال‌شده‌ای که جهت‌گیری‌های مختلفی را ترجیح می‌دهند، در هم آمیخته شده‌اند و هر جهت‌گیری توسط چندین سلول در موقعیت‌های مختلف در این ناحیه کوچک قشر مغز نشان داده می‌شود. (الف از مانک و همکاران، ۲۰۰۸؛ ب، ج از اوکی و همکاران، ۲۰۰۵.)

The most specific and arguably the most effective way to manipulate the function of neural circuits, however, is  to use molecular genetic tools, an approach called optogenetics. Optogenetic methods emerged as a consequence of the identification and cloning of bacterial channels referred to as opsins, similar to the opsins in animal retinas. Bacterial opsins use the same chromophore found in retinal opsins to transduce light energy into a chemical signal that activates channel proteins. Since opsins modulate membrane currents when they absorb photons, light can be used to control nerve cell activity when bacterial chromophores are incorporated into the membrane of any neuron. Three bacterial opsins have been used to modify neuronal excitability: bacteriorhodopsin, halorhodopsin, and channelrhodopsin (Figure 1.11A). Both bacteriorhodopsin and halorhodopsin have a net hyperpolarizing effect on cells: Bacteriorhodopsin conducts H⁺ ions from inside the cell to outside, and halorhodopsin conducts Cl– ions from outside to inside the cell. In contrast, channelrhodopsin conducts cations (Na⁺, K⁺Ca²⁺, H⁺) as well as anions (Cl–), providing for either depolarizing or hyperpolarizing modulation, depending on the channelrhodopsin variant and the wavelengths of light used.

با این حال، خاص‌ترین و مسلماً مؤثرترین راه برای دستکاری عملکرد مدارهای عصبی، استفاده از ابزارهای ژنتیک مولکولی است، رویکردی که اپتوژنتیک نامیده می‌شود. روش‌های اپتوژنتیک در نتیجه شناسایی و شبیه‌سازی کانال‌های باکتریایی که به عنوان اوپسین شناخته می‌شوند، مشابه اوپسین‌های موجود در شبکیه حیوانات، پدیدار شدند. اوپسین‌های باکتریایی از همان کروموفور موجود در اوپسین‌های شبکیه برای تبدیل انرژی نور به یک سیگنال شیمیایی که پروتئین‌های کانال را فعال می‌کند، استفاده می‌کنند. از آنجایی که اوپسین‌ها هنگام جذب فوتون‌ها، جریان‌های غشایی را تعدیل می‌کنند، می‌توان از نور برای کنترل فعالیت سلول‌های عصبی هنگام ادغام کروموفورهای باکتریایی در غشای هر نورونی استفاده کرد. سه اوپسین باکتریایی برای اصلاح تحریک‌پذیری نورونی استفاده شده‌اند: باکتریورودوپسین، هالورودوپسین و کانالرودوپسین (شکل 1.11A). هر دو باکتریورودوپسین و هالورودوپسین یک اثر فوق قطبی‌سازی خالص بر روی سلول‌ها دارند: باکتریورودوپسین یون‌های ⁺H را از داخل سلول به خارج و هالورودوپسین یون‌های -Cl را از خارج به داخل سلول هدایت می‌کند. در مقابل، کانالرودوپسین کاتیون‌ها (⁺Na⁺، K⁺Ca²⁺، H) و همچنین آنیون‌ها (-Cl) را هدایت می‌کند و بسته به نوع کانالرودوپسین و طول موج نور مورد استفاده، مدولاسیون دپلاریزاسیون یا فوق قطبی‌سازی را فراهم می‌کند.

The genes for opsins can be intro-duced into neurons either in living brain slices or intact animals. In brain slices, a variety of viral transduction methods are used. In whole animals genetic methods are used (see “Genetic Analysis of Neural Systems”). Once the opsins are expressed in living neurons, these neurons can be illuminated by specific wavelengths of light, and neural activity can be manipulated with a high degree of spatial and temporal resolution, due to microscopic illumination of one or more opsin-labeled nerve cells. In awake and behaving animals, this approach can be used during the performance of specific tasks to evaluate the role of the optogenetically modified neurons in task performance (Figure 1.11B). When optogenetic methods are applied in brain slices, synaptic activity in axon terminals and dendrites can be modified locally by illuminating only those regions of the opsin-expressing nerve cell; the resulting change in local circuit activity can then be recorded electrophysiologically or optically (Figure 1.11C,D). Thus, optogenetic approaches can modify neuronal activity at a variety of scales—from single neurons to local neural circuits and even to more widely distributed neural networks that influence specific behaviors.

ژن‌های مربوط به اوپسین‌ها را می‌توان در برش‌های مغز زنده یا حیوانات دست‌نخورده به نورون‌ها وارد کرد. در برش‌های مغز، از روش‌های مختلف انتقال ویروسی استفاده می‌شود. در کل حیوانات از روش‌های ژنتیکی استفاده می‌شود (به «تحلیل ژنتیکی سیستم‌های عصبی» مراجعه کنید). پس از بیان اوپسین‌ها در نورون‌های زنده، این نورون‌ها می‌توانند توسط طول موج‌های خاصی از نور روشن شوند و فعالیت عصبی می‌تواند با درجه بالایی از وضوح مکانی و زمانی، به دلیل روشنایی میکروسکوپی یک یا چند سلول عصبی نشاندار شده با اوپسین، دستکاری شود. در حیوانات بیدار و در حال رفتار، این رویکرد می‌تواند در طول انجام وظایف خاص برای ارزیابی نقش نورون‌های اصلاح‌شده اپتوژنتیکی در انجام وظیفه مورد استفاده قرار گیرد (شکل 1.11B). هنگامی که روش‌های اپتوژنتیکی در برش‌های مغز اعمال می‌شوند، فعالیت سیناپسی در پایانه‌های آکسون و دندریت‌ها را می‌توان با روشن کردن فقط آن نواحی از سلول عصبی بیان‌کننده اوپسین، به صورت محلی اصلاح کرد. تغییر حاصل در فعالیت مدار محلی را می‌توان به صورت الکتروفیزیولوژیکی یا نوری ثبت کرد (شکل 1.11C،D). بنابراین، رویکردهای اپتوژنتیک می‌توانند فعالیت نورونی را در مقیاس‌های مختلف – از نورون‌های منفرد گرفته تا مدارهای عصبی موضعی و حتی شبکه‌های عصبی توزیع‌شده‌تر که بر رفتارهای خاص تأثیر می‌گذارند – تغییر دهند.

FIGURE 1.11 Optogenetic methods used to control electrical activity in nerve cells. (A) Two bacterial opsins, showing their 7-transmembrane domains. The light-sensing all-trans retinal transduces a change in illumination to transiently open the channels. (B) A fiber-optic probe, stabilized with a permanent head mount, can use a laser to deliver a narrow bandwidth of light to specific opsin-expressing neurons. (C) Illumination of bacterial opsins expressed in striatal neurons that regulate movement. Neurons expressing channelrhodopsin in the striatum, where neurons have little or no spontaneous action potential activity (regions on the graph with very few marks), fire robustly when illuminated (the histogram indicates action potential frequency when light is on and channelrhodopsin is activated). (D) Neurons in the substantia nigra pars reticulata, where neurons have a high frequency of spontaneous action potential activity (rasters and histograms in the leftand right-flanking regions), can be “silenced” transiently by illumination in the striatum. The striatal axons release the inhibitory neurotransmitter GABA. Thus, when the striatal neurons are stimulated optogenetically, the result of the “activation” is increased inhibition in the substantia nigra. Thus, optogenetic mechanisms can assess the physiology of neural circuits based on the activation of neuronal populations. (A after Zhang et al., 2011; C,D after Kravitz et al., 2010.)

شکل ۱.۱۱ روش‌های اپتوژنتیکی مورد استفاده برای کنترل فعالیت الکتریکی در سلول‌های عصبی. (الف) دو اوپسین باکتریایی، دامنه‌های ۷-غشایی خود را نشان می‌دهند. شبکیه تمام-ترانس حساس به نور، تغییر در روشنایی را برای باز کردن موقت کانال‌ها ایجاد می‌کند. (ب) یک کاوشگر فیبر نوری، که با یک پایه دائمی سر تثبیت شده است، می‌تواند از لیزر برای رساندن پهنای باند باریکی از نور به نورون‌های بیان‌کننده اوپسین خاص استفاده کند. (ج) روشن کردن اوپسین‌های باکتریایی بیان‌شده در نورون‌های جسم مخطط که حرکت را تنظیم می‌کنند. نورون‌های بیان‌کننده کانال‌رودوپسین در جسم مخطط، جایی که نورون‌ها فعالیت پتانسیل عمل خودبه‌خودی کم یا بدون فعالیت دارند (مناطقی روی نمودار با علامت‌های بسیار کم)، هنگام روشن شدن به شدت شلیک می‌کنند (هیستوگرام فرکانس پتانسیل عمل را هنگام روشن بودن نور و فعال شدن کانال‌رودوپسین نشان می‌دهد). (د) نورون‌های موجود در جسم سیاه بخش مشبک، جایی که نورون‌ها فرکانس بالایی از فعالیت خودبه‌خودی پتانسیل عمل دارند (رسترها و هیستوگرام‌ها در نواحی چپ و راست)، می‌توانند به طور موقت توسط روشنایی در جسم مخطط “خاموش” شوند. آکسون‌های جسم مخطط، انتقال‌دهنده عصبی مهاری GABA را آزاد می‌کنند. بنابراین، هنگامی که نورون‌های جسم مخطط به صورت اپتوژنتیکی تحریک می‌شوند، نتیجه “فعال‌سازی”، افزایش مهار در جسم مخطط است. بنابراین، مکانیسم‌های اپتوژنتیکی می‌توانند فیزیولوژی مدارهای عصبی را بر اساس فعال‌سازی جمعیت‌های نورونی ارزیابی کنند. (A پس از ژانگ و همکاران، ۲۰۱۱؛ C،D پس از کراویتز و همکاران، ۲۰۱۰.)

Organization of the Human Nervous System

ادامه فصل در «قسمت بعد فصل اول»