علوم اعصاب پروس؛ کانال‌ها و انتقال‌دهنده‌های بزرگ

Overview

THE GENERATION OF ELECTRICAL SIGNALS in neurons requires that plasma membranes establish concentration gradients for specific ions and that these membranes undergo rapid and selective changes in their permeability to these ions. The membrane proteins that create and maintain ion gradients are called active transporters; other proteins, called ion channels, give rise to selective ion permeability changes. Ion channels are transmembrane proteins that contain a narrow pore that selectively permits particular ions to permeate the membrane. Some ion channels also contain voltage sensors that are able to detect the electrical potential across the membrane. Such voltage-gated channels open or close in response to the magnitude of the membrane potential, allowing the membrane’s permeability to be regulated by changes in this potential. Other types of ion channels are gated by chemical signals, either by extracellular signals such as neurotransmitters or by intracellular signals such as second messengers. Still other channels respond to mechanical stimuli, temperature changes, or a combination of signals. Different combinations of ion channels are found in different cell types, yielding a wide spectrum of electrical characteristics. In contrast to ion channels, active transporters are membrane proteins that produce and maintain ion concentration gradients. The most important of these is the Na⁺ pump, which hydrolyzes ATP to regulate the intracellular concentrations of both Na⁺ and K⁺. Other active transporters produce concentration gradients for the full range of physiologically important ions, including Cl^–, Ca²⁺, and H⁺. From the perspective of electrical signaling, active transporters and ion channels are complementary: Transporters create the concentration gradients that help drive ion fluxes through open ion channels, thereby generating electrical signals.

مرور کلی

تولید سیگنال‌های الکتریکی در نورون‌ها مستلزم آن است که غشاهای پلاسمایی برای یون‌های خاص، گرادیان غلظت ایجاد کنند و این غشاها تغییرات سریع و انتخابی در نفوذپذیری خود نسبت به این یون‌ها داشته باشند. پروتئین‌های غشایی که گرادیان‌های یونی را ایجاد و حفظ می‌کنند، ناقل‌های فعال نامیده می‌شوند؛ پروتئین‌های دیگر، به نام کانال‌های یونی، باعث تغییرات نفوذپذیری انتخابی یون می‌شوند. کانال‌های یونی، پروتئین‌های غشایی هستند که حاوی یک منفذ باریک هستند که به طور انتخابی به یون‌های خاص اجازه نفوذ به غشا را می‌دهد. برخی از کانال‌های یونی همچنین حاوی حسگرهای ولتاژ هستند که قادر به تشخیص پتانسیل الکتریکی در سراسر غشا هستند. چنین کانال‌های وابسته به ولتاژ در پاسخ به بزرگی پتانسیل غشا باز یا بسته می‌شوند و اجازه می‌دهند نفوذپذیری غشا با تغییرات در این پتانسیل تنظیم شود. انواع دیگر کانال‌های یونی توسط سیگنال‌های شیمیایی، یا توسط سیگنال‌های خارج سلولی مانند انتقال‌دهنده‌های عصبی یا توسط سیگنال‌های درون سلولی مانند پیام‌رسان‌های ثانویه، دریچه‌دار می‌شوند. کانال‌های دیگر نیز به محرک‌های مکانیکی، تغییرات دما یا ترکیبی از سیگنال‌ها پاسخ می‌دهند. ترکیبات مختلفی از کانال‌های یونی در انواع مختلف سلول یافت می‌شوند که طیف وسیعی از ویژگی‌های الکتریکی را به همراه دارند. برخلاف کانال‌های یونی، ناقل‌های فعال، پروتئین‌های غشایی هستند که گرادیان‌های غلظت یون را تولید و حفظ می‌کنند. مهم‌ترین آنها پمپ ⁺Na است که ATP را هیدرولیز می‌کند تا غلظت‌های درون سلولی ⁺Na و ⁺K را تنظیم کند. سایر ناقل‌های فعال، گرادیان‌های غلظت را برای طیف کاملی از یون‌های مهم فیزیولوژیکی، از جمله ⁺Cl^–، Ca² و ⁺H، تولید می‌کنند. از منظر سیگنالینگ الکتریکی، ناقل‌های فعال و کانال‌های یونی مکمل یکدیگر هستند: ناقل‌ها گرادیان‌های غلظتی را ایجاد می‌کنند که به هدایت جریان‌های یونی از طریق کانال‌های یونی باز کمک می‌کنند و در نتیجه سیگنال‌های الکتریکی تولید می‌کنند.

lon Channels Underlying Action Potentials

Although Hodgkin and Huxley had no knowledge of the physical nature of the conductance mechanisms underlying action potentials, they nonetheless proposed that nerve cell membranes have channels that allow ions to pass selectively from one side of the membrane to the other (see Chapter 3). Based on ion conductances and currents measured in voltage clamp experiments, the postulated channels had to have several properties. First, because the ion currents are quite large, the channels had to be capable of allowing ions to move across the membrane at high rates. Second, because the currents depend on the electrochemical gradient across the membrane, the channels had to make use of these gradients. Third, because Na⁺ and K⁺ flow across the membrane independently of each other, different channel types had to be capable of discriminating between Na⁺ and K⁺, allowing only one of these ions to flow across the membrane under the relevant conditions. Finally, given that the ion conductances are voltage-dependent, the channels had to be able to sense the membrane potential, opening only when the voltage reached appropriate levels. While this concept of channels was highly speculative in the 1950s, later experimental work established beyond any doubt that transmembrane proteins called voltage-sensitive ion channels indeed exist and are responsible for action potentials and other types of electrical signals.

کانال‌های زیرین پتانسیل‌های عمل

اگرچه هاچکین و هاکسلی هیچ دانشی از ماهیت فیزیکی مکانیسم‌های رسانایی زیربنای پتانسیل‌های عمل نداشتند، با این وجود پیشنهاد کردند که غشاهای سلول‌های عصبی کانال‌هایی دارند که به یون‌ها اجازه می‌دهند به صورت انتخابی از یک طرف غشا به طرف دیگر عبور کنند (به فصل 3 مراجعه کنید). بر اساس رسانایی‌های یونی و جریان‌های اندازه‌گیری شده در آزمایش‌های گیره ولتاژ، کانال‌های فرضی باید چندین ویژگی داشته باشند. اول، از آنجا که جریان‌های یونی بسیار بزرگ هستند، کانال‌ها باید قادر به اجازه دادن به یون‌ها برای حرکت در سراسر غشا با سرعت بالا باشند. دوم، از آنجا که جریان‌ها به گرادیان الکتروشیمیایی در سراسر غشا بستگی دارند، کانال‌ها باید از این گرادیان‌ها استفاده کنند. سوم، از آنجا که ⁺Na و ⁺K به طور مستقل از یکدیگر در سراسر غشا جریان می‌یابند، انواع مختلف کانال‌ها باید قادر به تمایز بین ⁺Na و ⁺K باشند و تنها به یکی از این یون‌ها اجازه دهند در شرایط مربوطه از غشا جریان یابد. در نهایت، با توجه به اینکه رسانایی‌های یونی وابسته به ولتاژ هستند، کانال‌ها باید بتوانند پتانسیل غشا را حس کنند و تنها زمانی باز شوند که ولتاژ به سطوح مناسب برسد. اگرچه این مفهوم کانال‌ها در دهه ۱۹۵۰ بسیار گمانه‌زننده بود، اما کارهای تجربی بعدی بدون هیچ شکی ثابت کرد که پروتئین‌های غشایی به نام کانال‌های یونی حساس به ولتاژ واقعاً وجود دارند و مسئول پتانسیل‌های عمل و سایر انواع سیگنال‌های الکتریکی هستند.

BOX  4A    ◊  The Patch Clamp Method

Awealth of information about the function of ion channels has resulted from the invention of the patch clamp method. This technique is based on a very simple idea. A glass pipette with a very small opening is used to make tight contact with a tiny area, or patch, of neuronal membrane. After the application of a small amount of suction to the back of the pipette, the seal between the pipette and membrane becomes so tight thatno ions can flow between the pipette and the membrane. Thus, all the current that flows when a single ion channel opens must flow into the pipette. This minute electrical current can be measured with an ultrasensitive electronic amplifier connected to the pipette. This arrangement is the cell-attached patch clamp recording method. As with the conventional voltage clamp method, the patch clamp method allows experimental control of the membrane potential to characterize the voltage dependence of membrane currents.

جعبه ۴A    ◊  روش گیره وصله

اطلاعات فراوانی در مورد عملکرد کانال‌های یونی از اختراع روش گیره وصله حاصل شده است. این تکنیک بر اساس یک ایده بسیار ساده است. یک پیپت شیشه‌ای با دهانه بسیار کوچک برای ایجاد تماس محکم با یک ناحیه کوچک یا وصله از غشای نورونی استفاده می‌شود. پس از اعمال مقدار کمی مکش به پشت پیپت، آب‌بندی بین پیپت و غشا آنقدر محکم می‌شود که هیچ یونی نمی‌تواند بین پیپت و غشا جریان یابد. بنابراین، تمام جریانی که هنگام باز شدن یک کانال یونی جریان می‌یابد، باید به داخل پیپت جریان یابد. این جریان الکتریکی کوچک را می‌توان با یک تقویت‌کننده الکترونیکی فوق حساس متصل به پیپت اندازه‌گیری کرد. این روش، روش ثبت گیره وصله متصل به سلول است. همانند روش گیره ولتاژ مرسوم، روش گیره وصله امکان کنترل تجربی پتانسیل غشا را برای توصیف وابستگی ولتاژ جریان‌های غشا فراهم می‌کند.

Minor manipulations allow other recording configurations. For example, if the membrane patch within the pipette is disrupted by briefly applying strong suction, the interior of the pipette becomes continuous with the cell cytoplasm. This arrangement allows measurements of electrical potentials and currents from the entire cell and is therefore called whole-cell recording. The whole-cell configuration also allows diffusional exchange between the solution in the pipette and the cytoplasm, producing a convenient way to inject substances into the interior of a “patched” cell.

دستکاری‌های جزئی امکان ثبت‌های دیگری را فراهم می‌کنند. به عنوان مثال، اگر وصله غشایی درون پیپت با اعمال مکش قوی به طور مختصر پاره شود، فضای داخلی پیپت با سیتوپلاسم سلول پیوسته می‌شود. این چیدمان امکان اندازه‌گیری پتانسیل‌ها و جریان‌های الکتریکی از کل سلول را فراهم می‌کند و بنابراین ثبت کل سلول نامیده می‌شود. پیکربندی کل سلول همچنین امکان تبادل انتشاری بین محلول درون پیپت و سیتوپلاسم را فراهم می‌کند و راهی مناسب برای تزریق مواد به داخل یک سلول «وصله‌گذاری شده» ایجاد می‌کند.

Two other variants of the patch clamp method originate from the finding that once a tight seal has formed between the membrane and the glass pipette, small pieces of membrane can be pulled away from the cell without disrupting the seal; this yields a preparation that is free of the complications imposed by the rest of the cell. Simply retracting a pipette that is in the cell-attached configuration causes a small vesicle of membrane to remain attached to the pipette. By briefly exposing the tip of the pipette to air, the vesicle opens to yield a small patch of membrane with its (former) intracellular surface exposed. This arrangement, called the inside-out patch recording configuration, makes it possible to change the medium to which the intracellular surface of the membrane is exposed. Thus, the inside-out configuration is particularly valuable when studying the influence of intracellular molecules on ion channel function.

دو نوع دیگر از روش گیره وصله از این یافته ناشی می‌شوند که پس از تشکیل یک آب‌بندی محکم بین غشا و پیپت شیشه‌ای، می‌توان قطعات کوچک غشا را بدون از بین بردن آب‌بندی از سلول جدا کرد. این روش، آماده‌سازی‌ای را ایجاد می‌کند که عاری از عوارض ناشی از بقیه سلول است. به سادگی جمع کردن پیپتی که در پیکربندی متصل به سلول قرار دارد، باعث می‌شود یک وزیکول کوچک غشا به پیپت متصل بماند. با قرار دادن مختصر نوک پیپت در معرض هوا، وزیکول باز می‌شود و یک وصله کوچک غشا با سطح (قبلی) درون سلولی آن ایجاد می‌شود. این چیدمان که پیکربندی ضبط پچ از داخل به خارج نامیده می‌شود، امکان تغییر محیطی را که سطح درون سلولی غشاء در معرض آن قرار دارد، فراهم می‌کند. بنابراین، پیکربندی از داخل به خارج به ویژه هنگام مطالعه تأثیر مولکول‌های درون سلولی بر عملکرد کانال یونی ارزشمند است.

Alternatively, if the pipette is retracted while it is in the whole-cell configuration, the membrane patch produced has its extracellular surface exposed. This arrangement, called the outside-out recording configuration, is optimal for studying how channel activity is influenced by extracellular chemical signals such as neurotransmitters (see Chapter 5). This range of possible configurations makes the patch clamp method an unusually versatile technique for studies of ion channel function. Robotic versions of the patch clamp technique have made their way into industry, serving as a very sensitive and rapid means of screening therapeutic drugs that act on ion channels.

از طرف دیگر، اگر پیپت در حالی که در پیکربندی کل سلول قرار دارد، جمع شود، سطح خارج سلولی پچ غشایی تولید شده نمایان می‌شود. این چیدمان که پیکربندی ضبط خارج به خارج نامیده می‌شود، برای مطالعه چگونگی تأثیر فعالیت کانال توسط سیگنال‌های شیمیایی خارج سلولی مانند انتقال‌دهنده‌های عصبی بهینه است (به فصل 5 مراجعه کنید). این طیف از پیکربندی‌های ممکن، روش گیره پچ را به یک تکنیک غیرمعمول و همه‌کاره برای مطالعات عملکرد کانال یونی تبدیل می‌کند. نسخه‌های رباتیک تکنیک گیره پچ راه خود را به صنعت باز کرده‌اند و به عنوان وسیله‌ای بسیار حساس و سریع برای غربالگری داروهای درمانی که بر کانال‌های یونی عمل می‌کنند، عمل می‌کنند.

Four configurations in patch clamp measurements of ion currents.

چهار پیکربندی در اندازه‌گیری جریان‌های یونی با گیره پچ.

The first direct evidence for the presence of voltage-sensitive, ion-selective channels in nerve cell membranes came from measurements of the ion currents flowing through individual ion channels. The voltage clamp apparatus used by Hodgkin and Huxley could only resolve the aggregate current resulting from the flow of ions through many thousands of channels. A technique capable of measuring the currents flowing through single channels was devised in 1976 by Erwin Neher and Bert Sakmann at the Max Planck Institute in Germany. This remarkable approach, called a patch clamp, revolutionized the study of membrane currents (Box 4A). In particular, the patch clamp method provided the means to test directly Hodgkin and Huxley’s deductions about the characteristics of ion channels.

اولین شواهد مستقیم برای وجود کانال‌های حساس به ولتاژ و یون‌گزین در غشاهای سلول‌های عصبی از اندازه‌گیری جریان‌های یونی که از طریق کانال‌های یونی منفرد جریان می‌یابند، به دست آمد. دستگاه گیره ولتاژ مورد استفاده توسط هاجکین و هاکسلی تنها می‌توانست جریان کل ناشی از جریان یون‌ها را از طریق هزاران کانال تفکیک کند. تکنیکی که قادر به اندازه‌گیری جریان‌های جریان یافته از طریق کانال‌های منفرد بود، در سال ۱۹۷۶ توسط اروین نهر و برت ساکمن در موسسه ماکس پلانک در آلمان ابداع شد. این رویکرد قابل توجه، که گیره وصله نامیده می‌شود، مطالعه جریان‌های غشایی را متحول کرد (کادر ۴A). به طور خاص، روش گیره وصله وسیله‌ای برای آزمایش مستقیم استنتاج‌های هاجکین و هاکسلی در مورد ویژگی‌های کانال‌های یونی فراهم کرد.

Currents flowing through Na⁺ channels are best examined in experimental circumstances that prevent the flow of current through other types of channels that are present in the membrane (e.g., K⁺ channels). Under such conditions, depolarizing a patch of membrane from a squid giant axon causes tiny inward currents to flow, but only occasionally (Figure 4.1). The size of these currents is minuscule—approximately l–2 pA (i.e., 10^–12 ampere)—but is stereotyped, reaching discrete values that suggest ion flux though individual, open ion channels. These currents are orders of magnitude smaller than the Na⁺ currents measured by voltage clamping the entire axon. The currents flowing through single channels are called microscopic currents to distinguish them from the macroscopic currents flowing through a large number of channels distributed over a much more extensive region of surface membrane. Although microscopic currents are certainly small, a current of 1 pA nonetheless reflects the flow of thousands of ions per millisecond. Thus, as predicted, a single channel can let many ions pass through the membrane in a very short time.

جریان‌هایی که از طریق کانال‌های ⁺Na عبور می‌کنند، بهتر است در شرایط آزمایشگاهی بررسی شوند که از عبور جریان از طریق انواع دیگر کانال‌های موجود در غشاء (مثلاً کانال‌های K⁺) جلوگیری می‌کنند. در چنین شرایطی، دپلاریزه کردن قسمتی از غشاء از یک آکسون غول‌پیکر ماهی مرکب باعث جریان یافتن جریان‌های کوچک به سمت داخل می‌شود، اما فقط گاهی اوقات (شکل ۴.۱). اندازه این جریان‌ها بسیار کوچک است – تقریباً ۱ تا ۲ پیکوآمپر (یعنی ۱۰ تا ۱۲ آمپر) – اما کلیشه‌ای است و به مقادیر گسسته‌ای می‌رسد که نشان دهنده شار یون از طریق کانال‌های یونی باز و منفرد است. این جریان‌ها چندین برابر کوچکتر از جریان‌های ⁺Na هستند که با اعمال ولتاژ به کل آکسون اندازه‌گیری می‌شوند. جریان‌هایی که از طریق کانال‌های منفرد عبور می‌کنند، جریان‌های میکروسکوپی نامیده می‌شوند تا از جریان‌های ماکروسکوپی که از طریق تعداد زیادی کانال توزیع شده در ناحیه بسیار وسیع‌تری از غشاء سطحی عبور می‌کنند، متمایز شوند. اگرچه جریان‌های میکروسکوپی قطعاً کوچک هستند، با این وجود جریان ۱ پیکوآمپر نشان دهنده جریان هزاران یون در هر میلی‌ثانیه است. بنابراین، همانطور که پیش‌بینی می‌شد، یک کانال واحد می‌تواند به یون‌های زیادی اجازه دهد تا در مدت زمان بسیار کوتاهی از غشا عبور کنند.

Several observations further proved that the microscopic currents in Figure 4.1B are due to the opening of single, voltage-activated Na⁺ channels. First, the currents are carried by Na⁺; thus, they are directed inward when the membrane potential is more negative than E _Na, reverse their polarity at E _Na, are outward at more positive potentials, and are reduced in size when the Na⁺ concentration of the external medium is decreased. This behavior exactly parallels that of the macroscopic Na⁺ currents described in Chapter 3 (see Figure 3.4). Second, the channels have a time course of opening, closing, and inactivating that matches the kinetics of macroscopic Na⁺ currents. This repeated depolarization of the membrane potential causes each Na⁺ channel to open and close many times. When the current responses to a large number of such stimuli are averaged together, the collective response has a time course that looks much like the macroscopic Na⁺ current (see Figure 4.1C). In particular, the channels open mostly at the beginning of a prolonged depolarization, showing that they activate and subsequently inactivate, as predicted from the macroscopic Na⁺ current (compare Figures 4.1C and D). Third, both the opening and closing of the channels are voltage-dependent; thus, the channels are closed at –80 mV but open when the membrane potential is depolarized. In fact, the probability that any given channel will be open varies with membrane potential (see Figure 4.1E), again as predicted from the macroscopic Na⁺ conductance (see Figure 3.7). Finally, tetrodotoxin, which blocks the macroscopic Na⁺ current (see Figure 3.5), also blocks microscopic Na⁺ currents. Taken together, these results show that the macroscopic Na⁺ current measured by Hodgkin and Huxley does indeed arise from the aggregate effect of many millions of microscopic Na⁺ currents, each representing the opening of a single voltage-sensitive Na⁺ channel.

مشاهدات متعدد دیگری ثابت کرد که جریان‌های میکروسکوپی در شکل 4.1B به دلیل باز شدن کانال‌های ⁺Na منفرد و فعال‌شده با ولتاژ هستند. اولاً، جریان‌ها توسط ⁺Na حمل می‌شوند؛ بنابراین، وقتی پتانسیل غشا منفی‌تر از ENa باشد، به سمت داخل هدایت می‌شوند، قطبیت خود را در ENa معکوس می‌کنند، در پتانسیل‌های مثبت‌تر به سمت خارج هستند و وقتی غلظت ⁺Na محیط خارجی کاهش می‌یابد، اندازه آنها کاهش می‌یابد. این رفتار دقیقاً مشابه جریان‌های ⁺Na ماکروسکوپی است که در فصل 3 شرح داده شده است (شکل 3.4 را ببینید). ثانیاً، کانال‌ها دارای یک سیر زمانی باز شدن، بسته شدن و غیرفعال شدن هستند که با سینتیک جریان‌های ⁺Na ماکروسکوپی مطابقت دارد. این دپلاریزاسیون مکرر پتانسیل غشا باعث می‌شود که هر کانال ⁺Na بارها باز و بسته شود. هنگامی که پاسخ‌های جریان به تعداد زیادی از چنین محرک‌هایی با هم میانگین‌گیری می‌شوند، پاسخ جمعی دارای یک سیر زمانی است که بسیار شبیه جریان ⁺Na ماکروسکوپی است (شکل 4.1C را ببینید). به طور خاص، کانال‌ها عمدتاً در ابتدای یک دپلاریزاسیون طولانی مدت باز می‌شوند، که نشان می‌دهد همانطور که از جریان ماکروسکوپی ⁺Na پیش‌بینی می‌شود، فعال و متعاقباً غیرفعال می‌شوند (شکل‌های 4.1C و D را مقایسه کنید). سوم، باز و بسته شدن کانال‌ها وابسته به ولتاژ هستند. بنابراین، کانال‌ها در 80- میلی‌ولت بسته می‌شوند اما وقتی پتانسیل غشا دپلاریزه می‌شود، باز می‌شوند. در واقع، احتمال اینکه هر کانال معین باز باشد با پتانسیل غشا متفاوت است (شکل 4.1E را ببینید)، همانطور که از رسانایی ماکروسکوپی ⁺Na پیش‌بینی می‌شود (شکل 3.7 را ببینید). در نهایت، تترودوتوکسین، که جریان ماکروسکوپی ⁺Na را مسدود می‌کند (شکل 3.5 را ببینید)، جریان‌های میکروسکوپی ⁺Na را نیز مسدود می‌کند. روی هم رفته، این نتایج نشان می‌دهد که جریان ماکروسکوپی ⁺Na اندازه‌گیری شده توسط هاجکین و هاکسلی در واقع از اثر تجمعی میلیون‌ها جریان میکروسکوپی ⁺Na ناشی می‌شود که هر کدام نشان‌دهنده باز شدن یک کانال ⁺Na حساس به ولتاژ هستند.

Membrane potential (mV)                     

FIGURE 4.1 Patch clamp measurements of ion currents flowing through single Na⁺ channels in a squid giant axon. In these experiments, Cs⁺ was applied to the axon to block voltage-gated K⁺ channels. Depolarizing voltage pulses (A) applied to a patch of membrane containing a single Na⁺ channel result in brief currents (B, downward deflections) in the seven successive recordings of membrane current (I _Na). The average of many such current records shows that most channels open in the initial 1–2 ms following depolarization of the membrane, after which the probability of channel openings diminishes because of channel inactivation. (D) A macroscopic current measured from another axon shows the close correlation between the time courses of microscopic and macroscopic Na⁺ currents. (E) The probability of a Na⁺ channel opening depends on the membrane potential, increasing as the membrane is depolarized. (B,C after Bezanilla and Correa, 1995; D after Vandenburg and Bezanilla, 1991; E after Correa and Bezanilla, 1994.)

شکل ۴.۱ اندازه‌گیری‌های گیره پچ جریان‌های یونی که از طریق کانال‌های ⁺Na منفرد در یک آکسون غول‌پیکر ماهی مرکب جریان می‌یابند. در این آزمایش‌ها، ⁺Cs به آکسون اعمال شد تا کانال‌های ⁺K وابسته به ولتاژ را مسدود کند. پالس‌های ولتاژ دپلاریزه کننده (A) که به یک تکه از غشاء حاوی یک کانال ⁺Na منفرد اعمال می‌شوند، منجر به جریان‌های کوتاهی (B، انحرافات رو به پایین) در هفت ثبت متوالی جریان غشاء (INa) می‌شوند. میانگین بسیاری از این ثبت‌های جریان نشان می‌دهد که اکثر کانال‌ها در 1-2 میلی‌ثانیه اولیه پس از دپلاریزاسیون غشاء باز می‌شوند، و پس از آن احتمال باز شدن کانال‌ها به دلیل غیرفعال شدن کانال کاهش می‌یابد. (D) یک جریان ماکروسکوپی اندازه‌گیری شده از آکسون دیگر، همبستگی نزدیک بین دوره‌های زمانی جریان‌های ⁺Na میکروسکوپی و ماکروسکوپی را نشان می‌دهد. (E) احتمال باز شدن کانال ⁺Na به پتانسیل غشاء بستگی دارد و با دپلاریزه شدن غشاء افزایش می‌یابد. (B، C به نقل از بزانیلا و کوریا، ۱۹۹۵؛ D به نقل از واندنبرگ و بزانیلا، ۱۹۹۱؛ E به نقل از کوریا و بزانیلا، ۱۹۹۴.)

Patch clamp experiments also revealed the properties of the channels responsible for the macroscopic K⁺ currents associated with action potentials. When the membrane potential is depolarized (Figure 4.2A), microscopic outward currents (Figure 4.2B) can be observed under conditions that block Na⁺ channels. The microscopic outward currents exhibit all the features expected for currents flowing through action potential-related K⁺ channels. Thus, the microscopic currents (Figure 4.2C), like their macroscopic counterparts (Figure 4.2D), fail to inactivate during brief depolarizations. Moreover, these single-channel currents are sensitive to ionic manipulations and drugs that affect the macroscopic K⁺ currents and, like the macroscopic K⁺ currents, are voltage-dependent (Figure 4.2E). This and other evidence shows that macroscopic K⁺ currents associated with action potential repolarization arise from the opening of many voltage-sensitive K⁺ channels.

آزمایش‌های گیره وصله‌ای همچنین خواص کانال‌های مسئول جریان‌های ماکروسکوپی ⁺K مرتبط با پتانسیل‌های عمل را آشکار کردند. هنگامی که پتانسیل غشا دپلاریزه می‌شود (شکل 4.2A)، جریان‌های میکروسکوپی رو به بیرون (شکل 4.2B) را می‌توان تحت شرایطی که کانال‌های ⁺Na را مسدود می‌کنند، مشاهده کرد. جریان‌های میکروسکوپی رو به بیرون، تمام ویژگی‌های مورد انتظار برای جریان‌هایی که از طریق کانال‌های ⁺K مرتبط با پتانسیل عمل جریان می‌یابند را نشان می‌دهند. بنابراین، جریان‌های میکروسکوپی (شکل 4.2C)، مانند همتایان ماکروسکوپی خود (شکل 4.2D)، در طول دپلاریزاسیون‌های کوتاه غیرفعال نمی‌شوند. علاوه بر این، این جریان‌های تک کاناله به دستکاری‌های یونی و داروهایی که بر جریان‌های ⁺K ماکروسکوپی تأثیر می‌گذارند، حساس هستند و مانند جریان‌های ⁺K ماکروسکوپی، وابسته به ولتاژ هستند (شکل 4.2E). این و سایر شواهد نشان می‌دهد که جریان‌های ⁺K ماکروسکوپی مرتبط با رپلاریزاسیون پتانسیل عمل از باز شدن بسیاری از کانال‌های ⁺K حساس به ولتاژ ناشی می‌شوند.

FIGURE 4.2 Patch clamp measurements of ion currents flowing through single K⁺ channels in a squid giant axon. In these experiments, tetrodotoxin was applied to the axon to block voltage-gated Na+ channels. Depolarizing voltage pulses (A) applied to a patch of membrane containing a single K⁺ channel result in brief currents (B, upward deflections) whenever the channel opens. (C) The average of such current records shows that most channels open with a delay, but remain open for the duration of the depolarization. (D) A macroscopic current measured from another axon shows the correlation between the time courses of microscopic and macroscopic K⁺ currents. (E) Membrane potential controls K⁺ channel opening, with the probability of a channel opening increasing as the membrane is depolarized. (B,C after Augustine and Bezanilla, in Hille 2001; D after Augustine and Bezanilla, 1990; E after Perozo et al., 1991.)

شکل ۴.۲ اندازه‌گیری‌های جریان‌های یونی که از طریق کانال‌های ⁺K منفرد در یک آکسون غول‌پیکر ماهی مرکب جریان می‌یابند با استفاده از گیره وصله. در این آزمایش‌ها، تترودوتوکسین به آکسون اعمال شد تا کانال‌های ⁺Na وابسته به ولتاژ را مسدود کند. پالس‌های ولتاژ دپلاریزه کننده (A) که به یک تکه از غشاء حاوی یک کانال ⁺K منفرد اعمال می‌شوند، هر زمان که کانال باز می‌شود، جریان‌های کوتاهی (B، انحراف به سمت بالا) ایجاد می‌کنند. (C) میانگین چنین رکوردهای جریانی نشان می‌دهد که اکثر کانال‌ها با تأخیر باز می‌شوند، اما برای مدت زمان دپلاریزاسیون باز می‌مانند. (D) یک جریان ماکروسکوپی اندازه‌گیری شده از آکسون دیگر، همبستگی بین دوره‌های زمانی جریان‌های ⁺K میکروسکوپی و ماکروسکوپی را نشان می‌دهد. (E) پتانسیل غشاء، باز شدن کانال ⁺K را کنترل می‌کند، و احتمال باز شدن کانال با دپلاریزه شدن غشاء افزایش می‌یابد. (B،C پس از آگوستین و بزانیلا، در هیل ۲۰۰۱؛ D پس از آگوستین و بزانیلا، ۱۹۹۰؛ E پس از پروزو و همکاران، ۱۹۹۱.)

In summary, patch clamping has allowed direct observation of microscopic currents flowing through single ion channels, confirming that voltage-sensitive Na⁺ and K⁺ channels are responsible for the macroscopic conductances and currents that underlie the action potential. Measurements of the behavior of single ion channels have also provided insight into the molecular attributes of these channels For example, such single channel studies show that the squid axon membrane contains at least two types of channels—one selectively permeable to Na⁺ and a second selectively permeable to K⁺. This ion selectivity means that these channels are able to discriminate between Na⁺ and K⁺. Because their opening is influenced by membrane potential, both channel types are voltage gated. For each channel, depolarization increases the probability of channel opening, whereas hyperpolarization closes them (see Figures 4.1E and 4.2E). Thus, both channel types must have a voltage sensor that detects the potential across the membrane (Figure 4.3). However, these channels differ in important respects. In addition to differences in ion selectivity, the kinetic properties of the gating of the two channels differ as expected from the macroscopic behavior of the Na⁺ and K⁺ currents described in Chapter 3. Further, depolarization inactivates the Na⁺ channel but not the K⁺ channel, causing Na⁺ channels to pass into a nonconducting state. The Na⁺ channel must therefore have an additional molecular mechanism responsible for inactivation. Finally, these channel proteins provide unique binding sites for drugs and for various neurotoxins known to block specific subclasses of ion channels (Box 4B). This information about the physiology of ion channels set the stage for subsequent studies of their workings at the molecular level.

به طور خلاصه، بستن پچ امکان مشاهده مستقیم جریان‌های میکروسکوپی جاری از طریق کانال‌های یونی منفرد را فراهم کرده است و تأیید می‌کند که کانال‌های ⁺Na و ⁺K حساس به ولتاژ مسئول رسانایی‌ها و جریان‌های ماکروسکوپی هستند که زیربنای پتانسیل عمل هستند. اندازه‌گیری رفتار کانال‌های یونی منفرد همچنین بینشی در مورد ویژگی‌های مولکولی این کانال‌ها ارائه داده است. به عنوان مثال، چنین مطالعات تک کانالی نشان می‌دهد که غشای آکسون ماهی مرکب حداقل شامل دو نوع کانال است – یکی به طور انتخابی نسبت به ⁺Na نفوذپذیر است و دیگری به طور انتخابی نسبت به ⁺K نفوذپذیر است. این گزینش‌پذیری یونی به این معنی است که این کانال‌ها قادر به تمایز بین ⁺Na و ⁺K هستند. از آنجا که باز شدن آنها تحت تأثیر پتانسیل غشا قرار می‌گیرد، هر دو نوع کانال دارای دریچه ولتاژ هستند. برای هر کانال، دپلاریزاسیون احتمال باز شدن کانال را افزایش می‌دهد، در حالی که هایپرپلاریزاسیون آنها را می‌بندد (به شکل‌های 4.1E و 4.2E مراجعه کنید). بنابراین، هر دو نوع کانال باید یک حسگر ولتاژ داشته باشند که پتانسیل را در سراسر غشاء تشخیص دهد (شکل 4.3). با این حال، این کانال‌ها از جنبه‌های مهمی با هم تفاوت دارند. علاوه بر تفاوت در گزینش‌پذیری یونی، خواص جنبشی دریچه‌های دو کانال، همانطور که از رفتار ماکروسکوپی جریان‌های ⁺Na و ⁺K که در فصل 3 توضیح داده شده است، انتظار می‌رود، متفاوت است. علاوه بر این، دپلاریزاسیون کانال ⁺Na را غیرفعال می‌کند اما کانال ⁺K را نه، و باعث می‌شود کانال‌های ⁺Na به حالت غیر رسانا منتقل شوند. بنابراین، کانال ⁺Na باید یک مکانیسم مولکولی اضافی داشته باشد که مسئول غیرفعال‌سازی است. در نهایت، این پروتئین‌های کانال، مکان‌های اتصال منحصر به فردی را برای داروها و برای نوروتوکسین‌های مختلف که به عنوان مسدودکننده زیرگروه‌های خاصی از کانال‌های یونی شناخته می‌شوند، فراهم می‌کنند (کادر 4B). این اطلاعات در مورد فیزیولوژی کانال‌های یونی، زمینه را برای مطالعات بعدی در مورد عملکرد آنها در سطح مولکولی فراهم می‌کند.

FIGURE 4.3 Functional states of voltagegated Na⁺ and K⁺ channels. The gates of both channels are closed when the membrane potential is hyperpolarized. When the potential is depolarized, voltage sensors (indicated by +) allow the channel gates to open—first the Na⁺ channels and then the K⁺ channels. Na⁺ channels also inactivate during prolonged depolarization, whereas many types of K⁺ channels do not.

شکل ۴.۳ حالت‌های عملکردی کانال‌های ⁺Na و ⁺K دارای دریچه ولتاژ. دریچه‌های هر دو کانال هنگامی که پتانسیل غشا بیش از حد قطبی می‌شود، بسته می‌شوند. هنگامی که پتانسیل دپلاریزه می‌شود، حسگرهای ولتاژ (که با + نشان داده شده‌اند) به دریچه‌های کانال اجازه می‌دهند باز شوند – ابتدا کانال‌های ⁺Na و سپس کانال‌های ⁺K. کانال‌های ⁺Na نیز در طول دپلاریزاسیون طولانی غیرفعال می‌شوند، در حالی که بسیاری از انواع کانال‌های ⁺K غیرفعال نمی‌شوند.

How Ion Channels Work

How can channels selectively conduct ions, such as Na⁺ and K⁺, across the membrane? How can these channels sense the transmembrane potential and use this information to regulate their ion fluxes? X-ray crystallography studies done by Rod MacKinnon at Rockefeller University and others have examined the molecular structure of ion channels and have answered these fundamental questions about channel function. Indeed, these studies have revealed that all channels are integral membrane proteins that span the plasma membrane repeatedly and share a common transmembrane architecture.

نحوه عملکرد کانال‌های یونی

کانال‌ها چگونه می‌توانند یون‌هایی مانند ⁺Na و ⁺K را به صورت انتخابی از غشاء عبور دهند؟ این کانال‌ها چگونه می‌توانند پتانسیل غشایی را حس کنند و از این اطلاعات برای تنظیم جریان یونی خود استفاده کنند؟ مطالعات کریستالوگرافی اشعه ایکس که توسط راد مک‌کینون در دانشگاه راکفلر و دیگران انجام شده است، ساختار مولکولی کانال‌های یونی را بررسی کرده و به این سؤالات اساسی در مورد عملکرد کانال پاسخ داده‌اند. در واقع، این مطالعات نشان داده‌اند که همه کانال‌ها پروتئین‌های غشایی جدایی‌ناپذیری هستند که به طور مکرر در غشای پلاسمایی امتداد می‌یابند و یک معماری غشایی مشترک دارند.

The ion permeability mechanism of channels was revealed by studies of a bacterial K⁺ channel (Figure 4.4), which was chosen for analysis because the large quantity of channel protein needed for crystallography could be obtained by growing large numbers of bacteria. MacKinnon’s results showed that the K⁺ channel is formed by subunits that each cross the plasma membrane twice; between these two helical membrane-spanning structures is a pore loop that inserts into the plasma membrane (see Figure 4.4A). Four subunits are assembled together to form a single K⁺ channel (see Figure 4.4B). In the center of the assembled channel, the four pore loops come together to form a pore that serves as a narrow tunnel that allows K⁺ to flow through the protein and thus cross the membrane. The channel pore is formed by the pore loops of each subunit, as well as by adjacent membrane-spanning domains. The structure of the pore is well suited for conducting K⁺; the narrowest part is near the outside mouth of the channel and is so constricted that only a nonhydrated K⁺ ion can fit through the bottleneck (see Figure 4.4C).

مکانیسم نفوذپذیری یونی کانال‌ها با مطالعات یک کانال ⁺K باکتریایی (شکل 4.4) آشکار شد، که برای تجزیه و تحلیل انتخاب شد زیرا مقدار زیادی پروتئین کانال مورد نیاز برای کریستالوگرافی را می‌توان با رشد تعداد زیادی باکتری به دست آورد. نتایج مک‌کینون نشان داد که کانال ⁺K توسط زیر واحدهایی تشکیل می‌شود که هر کدام دو بار از غشای پلاسما عبور می‌کنند. بین این دو ساختار مارپیچی پوشاننده غشاء، یک حلقه منفذ وجود دارد که به غشای پلاسما وارد می‌شود (شکل 4.4A را ببینید). چهار زیر واحد با هم جمع می‌شوند تا یک کانال ⁺K واحد را تشکیل دهند (شکل 4.4B را ببینید). در مرکز کانال مونتاژ شده، چهار حلقه منفذ به هم می‌رسند تا منفذی را تشکیل دهند که به عنوان یک تونل باریک عمل می‌کند و به ⁺K اجازه می‌دهد تا از طریق پروتئین جریان یابد و در نتیجه از غشاء عبور کند. منفذ کانال توسط حلقه‌های منفذ هر زیر واحد و همچنین توسط دامنه‌های مجاور پوشاننده غشاء تشکیل می‌شود. ساختار منفذ برای هدایت ⁺K بسیار مناسب است. باریک‌ترین بخش نزدیک دهانه‌ی بیرونی کانال است و آنقدر تنگ است که فقط یک یون ⁺K غیر هیدراته می‌تواند از گلوگاه عبور کند (شکل ۴.۴C را ببینید).

Larger cations, such as Cs⁺, are too large to traverse this region of the pore, while smaller cations such as Na⁺ cannot enter the pore because the pore “walls” are too far apart to stabilize a dehydrated Na⁺ ion. This part of the channel complex is responsible for the selective permeability to K⁺ and is therefore called the selectivity filter. Deeper within the channel is a water-filled cavity that connects to the interior of the cell. This cavity evidently collects K⁺ from the cytoplasm and, using negative charges from the protein, allows K⁺ ions to become dehydrated so they can enter the selectivity filter. These “naked” ions are then able to move through four K⁺ binding sites within the selectivity filter to eventually reach the extracellular space (recall that the physiological electrochemical gradient normally drives K⁺ out of cells). The presence of multiple (up to four) K⁺ ions within the selectivity filter causes electrostatic repulsion between the ions that helps speed their transit through the selectivity filter, thereby permitting rapid ion flux through the channel. Thus, permeation of K⁺ ions through these channels can be easily understood in structural terms. We now know that very similar principles also apply to ion permeation through other types of channels.

کاتیون‌های بزرگ‌تر، مانند ⁺Cs، برای عبور از این ناحیه از منافذ بسیار بزرگ هستند، در حالی که کاتیون‌های کوچک‌تر مانند ⁺Na نمی‌توانند وارد منافذ شوند زیرا «دیواره‌های» منافذ برای تثبیت یون ⁺Na دهیدراته شده بسیار دور از هم هستند. این بخش از کمپلکس کانال مسئول نفوذپذیری انتخابی به ⁺K است و بنابراین فیلتر انتخابی نامیده می‌شود. در عمق بیشتر کانال، یک حفره پر از آب وجود دارد که به داخل سلول متصل می‌شود. این حفره ظاهراً ⁺K را از سیتوپلاسم جمع‌آوری می‌کند و با استفاده از بارهای منفی پروتئین، به یون‌های ⁺K اجازه می‌دهد تا دهیدراته شوند تا بتوانند وارد فیلتر انتخابی شوند. سپس این یون‌های «برهنه» قادر به عبور از چهار محل اتصال ⁺K در فیلتر انتخابی هستند تا در نهایت به فضای خارج سلولی برسند (به یاد بیاورید که گرادیان الکتروشیمیایی فیزیولوژیکی معمولاً ⁺K را از سلول‌ها خارج می‌کند). وجود چندین (تا چهار) یون ⁺K در فیلتر انتخابی باعث دافعه الکترواستاتیکی بین یون‌ها می‌شود که به سرعت عبور آنها از فیلتر انتخابی کمک می‌کند و در نتیجه جریان سریع یون را از طریق کانال امکان‌پذیر می‌سازد. بنابراین، نفوذ یون‌های ⁺K از طریق این کانال‌ها را می‌توان به راحتی از نظر ساختاری درک کرد. اکنون می‌دانیم که اصول بسیار مشابهی در مورد نفوذ یون از طریق انواع دیگر کانال‌ها نیز صدق می‌کند.

FIGURE 4.4 Structure of a simple bacterial K⁺ channel determined by crystallography. (A) Structure of one subunit of the channel, which consists of two membrane-spanning domains and a pore loop that inserts into the membrane. (B) Three-dimensional arrangement of four subunits (each in a different color) to form a K⁺ channel. The right-hand view is from the top of the channel, showing a K⁺ ion (yellow) within the channel pore. (C) The permeation pathway of the K⁺ channel consists of a large aqueous cavity connected to a narrow selectivity filter. Helical domains of the channel point negative charges (green) toward this cavity, allowing K⁺ ions (yellow) to become dehydrated and then move through the selectivity filter. (A,B From Doyle et al., 1998.)

شکل ۴.۴ ساختار یک کانال ⁺K باکتریایی ساده که توسط کریستالوگرافی تعیین شده است. (الف) ساختار یک زیر واحد از کانال، که شامل دو دامنه‌ی پوشاننده‌ی غشاء و یک حلقه‌ی منفذ است که به غشاء متصل می‌شود. (ب) چیدمان سه‌بعدی چهار زیر واحد (هر کدام با رنگ متفاوت) برای تشکیل یک کانال ⁺K. نمای سمت راست از بالای کانال است که یک یون ⁺K (زرد) را درون منفذ کانال نشان می‌دهد. (ج) مسیر نفوذ کانال ⁺K شامل یک حفره‌ی آبی بزرگ است که به یک فیلتر گزینش‌پذیری باریک متصل است. دامنه‌های مارپیچی کانال، بارهای منفی (سبز) را به سمت این حفره هدایت می‌کنند و به یون‌های ⁺K (زرد) اجازه می‌دهند که دهیدراته شوند و سپس از فیلتر گزینش‌پذیری عبور کنند. (الف،ب از دویل و همکاران، ۱۹۹۸.)

BOX  4B ◊  Toxins That Poison Ion Channels

Given the importance of Na⁺ and K⁺ channels for neuronal excitation, it is not surprising that channel-specific toxins have evolved in several organisms as mechanisms for self-defense or for capturing prey. A rich collection of natural toxins selectively target the ion channels of neurons and other cells. These toxins are valuable not only for survival, but also as tools for study of the function of cellular ion channels. The best-known channel toxin is tetrodotoxin, produced by certain puffer fish and other animals. Tetrodotoxin produces a potent and specific blockade of the pore of the Na⁺ channels responsible for action potential generation, thereby paralyzing the animals unfortunate enough to ingest it. Saxitoxin, a chemical homologue of tetrodotoxin produced by dinoflagellates, has a similar action on Na+ channels. The potentially lethal effects of eating shellfish that have ingested these “red tide” dinoflagellates are due to the potent neuronal actions of saxitoxin.

جعبه ۴ب ◊ سمومی که کانال‌های یونی را مسموم می‌کنند

با توجه به اهمیت کانال‌های ⁺Na و ⁺K برای تحریک نورونی، جای تعجب نیست که سموم اختصاصی کانال در چندین موجود زنده به عنوان مکانیسم‌هایی برای دفاع از خود یا برای گرفتن طعمه تکامل یافته‌اند. مجموعه‌ای غنی از سموم طبیعی به طور انتخابی کانال‌های یونی نورون‌ها و سایر سلول‌ها را هدف قرار می‌دهند. این سموم نه تنها برای بقا، بلکه به عنوان ابزاری برای مطالعه عملکرد کانال‌های یونی سلولی نیز ارزشمند هستند. شناخته‌شده‌ترین سم کانال، تترودوتوکسین است که توسط ماهی‌های بادکنکی خاص و سایر حیوانات تولید می‌شود. تترودوتوکسین یک انسداد قوی و اختصاصی در منافذ کانال‌های ⁺Na مسئول تولید پتانسیل عمل ایجاد می‌کند و در نتیجه حیواناتی را که به اندازه کافی بدشانس هستند که آن را مصرف کنند، فلج می‌کند. ساکسیتوکسین، یک همولوگ شیمیایی تترودوتوکسین تولید شده توسط دینوفلاژلات‌ها، عملکرد مشابهی بر روی کانال‌های ⁺Na دارد. اثرات بالقوه کشنده خوردن صدف‌هایی که این دینوفلاژله‌های «جزر و مد قرمز» را خورده‌اند، به دلیل اثرات قوی ساکسی‌توکسین بر روی نورون‌ها است.

Fish-eating cone snails (see Box 6A) paralyze their prey by producing a potent venom consisting of tens or hundreds of peptide neurotoxins. One group of these toxins, called m-conotoxins, produces paralysis by blocking the pore of voltage-gated Na⁺ channels. Scorpions similarly paralyze their prey by injecting a potent mix of peptide toxins that also affect ion channels. Among these are the a-toxins, which slow the inactivation of Na+ channels (Figure A1); exposure of neurons to a-toxins prolongs the action potential (Figure A2), thereby scrambling information flow within the nervous system of the soon-to-be-devoured victim. Other peptides in scorpion venom, called b-toxins, shift the voltage dependence of Na⁺ channel activation (Figure B). These toxins cause Na+ channels to open at potentials much more negative than normal, inducing uncontrolled action potential firing. Batrachotoxin is an alkaloid toxin, produced by a species of frog, that is used by some tribes of South American Indians to poison their arrow tips. This toxin works both by removing inactivation and shifting activation of Na⁺ channels. Several plants produce similar toxins, including aconitine, from buttercups; veratridine, from lilies; and several insecticidal toxins (pyrethrins) produced by plants such as chrysanthemums and rhododendrons.

حلزون‌های مخروطی ماهی‌خوار (به کادر 6A مراجعه کنید) با تولید زهری قوی متشکل از ده‌ها یا صدها نوروتوکسین پپتیدی، طعمه خود را فلج می‌کنند. یک گروه از این سموم، به نام m-conotoxins، با مسدود کردن منافذ کانال‌های ⁺Na وابسته به ولتاژ، باعث فلج می‌شوند. عقرب‌ها نیز به طور مشابه با تزریق ترکیبی قوی از سموم پپتیدی که بر کانال‌های یونی نیز تأثیر می‌گذارند، طعمه خود را فلج می‌کنند. در میان این سموم، آلفا-توکسین‌ها وجود دارند که غیرفعال شدن کانال‌های ⁺Na را کند می‌کنند (شکل A1)؛ قرار گرفتن نورون‌ها در معرض آلفا-توکسین‌ها، پتانسیل عمل را طولانی می‌کند (شکل A2)، در نتیجه جریان اطلاعات را در سیستم عصبی قربانی که به زودی بلعیده می‌شود، مختل می‌کند. سایر پپتیدهای موجود در زهر عقرب، به نام بتا-توکسین‌ها، وابستگی ولتاژ فعال‌سازی کانال ⁺Na را تغییر می‌دهند (شکل B). این سموم باعث می‌شوند کانال‌های ⁺Na در پتانسیل‌هایی بسیار منفی‌تر از حالت عادی باز شوند و باعث ایجاد پتانسیل عمل کنترل نشده شوند. باتراکوتوکسین یک سم آلکالوئیدی است که توسط گونه‌ای قورباغه تولید می‌شود و برخی از قبایل سرخپوست آمریکای جنوبی از آن برای مسموم کردن نوک پیکان‌های خود استفاده می‌کنند. این سم هم با حذف غیرفعال‌سازی و هم با تغییر فعال‌سازی کانال‌های ⁺Na عمل می‌کند. چندین گیاه سموم مشابهی تولید می‌کنند، از جمله آکونیتین از آلاله؛ وراتریدین از سوسن؛ و چندین سم حشره‌کش (پیرترین) که توسط گیاهانی مانند گل داوودی و رودودندرون تولید می‌شوند.

Potassium channels have also been targeted by toxin-producing organisms. peptide toxins affecting k⁺ channels in-clude dendrotoxin, from wasps; apamin, from been; and charybdotoxin, yet an-other toxin produced by scorpions. All of these toxins block k⁺ channels as their primary action; no toxin is known to affect the activation or inactivation of these channels, although such agents may simply be awaiting discovery.

کانال‌های پتاسیم نیز توسط ارگانیسم‌های تولیدکننده سم هدف قرار گرفته‌اند. سموم پپتیدی مؤثر بر کانال‌های ⁺k پتاسیم شامل دندروتوکسین از زنبورها؛ آپامین از زنبورها؛ و کاریبدوتوکسین، یکی دیگر از سموم تولید شده توسط عقرب‌ها، هستند. همه این سموم کانال‌های ⁺k پتاسیم را به عنوان عمل اصلی خود مسدود می‌کنند. هیچ سمی شناخته نشده است که بر فعال یا غیرفعال شدن این کانال‌ها تأثیر بگذارد، اگرچه چنین عواملی ممکن است در انتظار کشف باشند.

(A) Effects of toxin treatment on Na⁺ channels of frog axons. (1) a-Toxin from the scorpion Leiurus quinquestriatus prolongs Na⁺ currents recorded with the voltage clamp (2) As a result of the increased Na+ current, a-toxin greatly prolongs the duration of the axonal action potential. Note the change in timescale after treating with toxin. (B) Treatment with b-toxin from another scorpion, Centruroides sculpturatus, shifts the activation of Na⁺ channels, so that Na⁺ conductance begins to increase at potentials much more negative than usual. (A after Schmidt and Schmidt, 1972; B after Cahalan, 1975.)

(الف) اثرات درمان با سم بر کانال‌های ⁺Na آکسون‌های قورباغه. (1) سم آلفا از عقرب Leiurus quinquestriatus جریان‌های ⁺Na ثبت شده با گیره ولتاژ را طولانی می‌کند. (2) در نتیجه افزایش جریان ⁺Na، سم آلفا مدت زمان پتانسیل عمل آکسونی را به میزان زیادی طولانی می‌کند. به تغییر در مقیاس زمانی پس از درمان با سم توجه کنید. (ب) درمان با سم بتا از عقرب دیگری به نام Centruroides sculpturatus، فعال‌سازی کانال‌های ⁺Na را تغییر می‌دهد، به طوری که رسانایی ⁺Na در پتانسیل‌هایی بسیار منفی‌تر از حد معمول شروع به افزایش می‌کند. (الف به نقل از Schmidt and Schmidt، 1972؛ ب به نقل از Cahalan، 1975.)

Structural insights into the voltage-dependent gating of ion channels emerged from further crystallographic studies of a mammalian voltage-gated K⁺ channel. As is the case for the bacterial K⁺ channel, four subunits assemble to form the voltage-gated K⁺ channel (Figure 4.5A). The central pore region of this channel is very similar to that of the bacterial K⁺ channel, confirming the generality of the ion permeation mechanism established from studies of the bacterial K⁺ channel (compare Figure 4.5B and Figure 4.4B). This voltage-gated channel has additional structures on its cytoplasmic side, such as a regulatory b subunit and a T1 domain that links the b subunit to the channel (see Figure 4.5A). Most important, each channel subunit has four additional transmembrane structures that form the voltage sensors of this channel. These voltage sensors can be observed as separate domains that extend into the plasma membrane and are linked to the central pore of the channel (see Figure 4.5B). These voltage sensors contain positive charges that enable movement within the membrane in response to changes in membrane potential: Depolarization pushes the sensors outward, while hyperpolarization pulls them inward. Such movements of the sensors then exert force on the helical linkers connecting the sensors to the channel pore, pulling the channel pore open or pushing it closed (Figure 4.5C). Thus, voltage-dependent gating of ion channels can also be understood in structural terms. The precise movements of the voltage sensor that occur during membrane depolarization are not yet clear and are the subject of considerable debate. One proposal is that depolarization causes the paddle-like sensor to flip from one side of the membrane to the other (Figure 4.5D).

بینش‌های ساختاری در مورد دریچه‌های وابسته به ولتاژ کانال‌های یونی از مطالعات کریستالوگرافی بیشتر یک کانال ⁺K دریچه‌دار ولتاژی پستانداران حاصل شد. همانند کانال ⁺K باکتریایی، چهار زیر واحد برای تشکیل کانال ⁺K دریچه‌دار ولتاژی گرد هم می‌آیند (شکل 4.5A). ناحیه منفذ مرکزی این کانال بسیار شبیه به ناحیه منفذ مرکزی کانال ⁺K باکتریایی است که کلیت مکانیسم نفوذ یون ایجاد شده از مطالعات کانال ⁺K باکتریایی را تأیید می‌کند (شکل 4.5B و شکل 4.4B را مقایسه کنید). این کانال دریچه‌دار ولتاژی دارای ساختارهای اضافی در سمت سیتوپلاسمی خود است، مانند یک زیر واحد تنظیمی b و یک دامنه T1 که زیر واحد b را به کانال متصل می‌کند (شکل 4.5A را ببینید). مهم‌تر از همه، هر زیر واحد کانال دارای چهار ساختار غشایی اضافی است که حسگرهای ولتاژ این کانال را تشکیل می‌دهند. این حسگرهای ولتاژ را می‌توان به عنوان دامنه‌های جداگانه‌ای مشاهده کرد که به غشای پلاسما امتداد یافته و به منفذ مرکزی کانال متصل هستند (شکل 4.5B را ببینید). این حسگرهای ولتاژ حاوی بارهای مثبتی هستند که امکان حرکت درون غشا را در پاسخ به تغییرات پتانسیل غشا فراهم می‌کنند: دپلاریزاسیون، حسگرها را به سمت بیرون و هایپرپلاریزاسیون آنها را به سمت داخل می‌کشد. چنین حرکاتی از حسگرها سپس بر رابط‌های مارپیچی متصل‌کننده حسگرها به منافذ کانال نیرو وارد می‌کنند و منافذ کانال را باز یا بسته می‌کنند (شکل 4.5C). بنابراین، دریچه‌گذاری وابسته به ولتاژ کانال‌های یونی را می‌توان از نظر ساختاری نیز درک کرد. حرکات دقیق حسگر ولتاژ که در طول دپلاریزاسیون غشا رخ می‌دهد هنوز مشخص نیست و موضوع بحث‌های قابل توجهی است. یک پیشنهاد این است که دپلاریزاسیون باعث می‌شود حسگر پارویی شکل از یک طرف غشا به طرف دیگر بچرخد (شکل 4.5D).

FIGURE 4.5  Structure of a mammalian voltage-gated K⁺ channel. (A) The channel includes four subunits (in different colors), each possessing a transmembrane domain and a T1 domain. Attached to each T1 domain is a b subunit. (B) When viewed from above, the transmembrane domain can be seen to have separate domains for voltage sensing and for forming the K⁺-conducting pore (K⁺ indicated by black spheres in the middle of the pore). (C) Model for voltage-dependent gating of the K⁺ channel. Upper: structure of the central pore domain of the voltage-gated K⁺ channel in the open (depolarized) state. Lower: Depolarization pushes the voltage sensor toward the extracellular surface of the membrane, pulling on the linker (red) and thereby opening the channel pore (blue). Conversely, hyperpolarization pulls the sensor down, pushing down on this linker and shutting the channel pore(d).Model for movement of the voltage sensor. Depolarization causes the paddle-like voltage sensor domain to move toward the extracellular surface of the membrane, while hyperpolarization causes it to move toward the intracellular (A,B from Long et al., 2005; C from Tao et al., 2010; D after Lee, 2006.)

شکل ۴.۵ ساختار یک کانال ⁺K وابسته به ولتاژ پستانداران. (الف) کانال شامل چهار زیر واحد (با رنگ‌های مختلف) است که هر کدام دارای یک دامنه غشایی و یک دامنه T1 هستند. به هر دامنه T1 یک زیر واحد b متصل است. (ب) وقتی از بالا مشاهده شود، می‌توان دامنه غشایی را به گونه‌ای مشاهده کرد که دارای دامنه‌های جداگانه‌ای برای حسگری ولتاژ و تشکیل منافذ رسانای ⁺K است (⁺K با کره‌های سیاه در وسط منافذ نشان داده شده است). (ج) مدلی برای دریچه‌بندی وابسته به ولتاژ کانال ⁺K. بالا: ساختار دامنه منافذ مرکزی کانال ⁺K وابسته به ولتاژ در حالت باز (دپلاریزه). پایین: دپلاریزاسیون، حسگر ولتاژ را به سمت سطح خارج سلولی غشاء هل می‌دهد، رابط را می‌کشد (قرمز) و در نتیجه منافذ کانال را باز می‌کند (آبی). برعکس، هایپرپلاریزاسیون حسگر را به پایین می‌کشد، این رابط را به پایین فشار می‌دهد و منافذ کانال را می‌بندد (د). مدلی برای حرکت حسگر ولتاژ. دپلاریزاسیون باعث می‌شود که دامنه حسگر ولتاژ پارویی شکل به سمت سطح خارج سلولی غشاء حرکت کند، در حالی که هایپرپلاریزاسیون باعث می‌شود که به سمت داخل سلولی حرکت کند (A،B از لانگ و همکاران، ۲۰۰۵؛ C از تائو و همکاران، ۲۰۱۰؛ D به نقل از لی، ۲۰۰۶).

In summary, atomic-level structural characterization of K⁺ channels has yielded considerable insight into how channels use pores that are permeable to a single type of ion to selectively conduct these ions from one side of the plasma membrane to the other, as well as illuminating how channels can sense changes in membrane voltage and use such changes to gate the opening and closing of their pores.

به طور خلاصه، توصیف ساختاری در سطح اتمی کانال‌های ⁺K بینش قابل توجهی در مورد چگونگی استفاده کانال‌ها از منافذی که نسبت به یک نوع یون نفوذپذیر هستند، برای هدایت انتخابی این یون‌ها از یک طرف غشای پلاسما به طرف دیگر، و همچنین روشن کردن چگونگی حس کردن تغییرات ولتاژ غشا توسط کانال‌ها و استفاده از چنین تغییراتی برای باز و بسته کردن منافذ آنها، ارائه داده است.

The Diversity of Ion Channels

Many additional insights have come from genetic studies of ion channels: More than 200 ion channel genes have been discovered, a remarkable number that could not have been anticipated from the work of Hodgkin and Huxley. To understand the functional significance of this multitude of ion channel genes, individual channel types can be selectively expressed in well-defined experimental systems, such as cultured cells or frog oocytes, and then studied with patch clamping and other physiological techniques. Channel genes can also be deleted from genetically tractable organisms, such as mice or fruit flies, to determine the roles these channels play in the intact organism. Such studies have identified many voltage-gated channels that respond to membrane potential in much the same way as do the Na⁺ and K⁺ channels that underlie the action potential. Voltage-gated ion channels also are involved in a broad range of neurological diseases (see Clinical Applications). Other types of channels are insensitive to membrane voltage, instead being gated by chemical signals that bind to extracellular or intracellular domains on these proteins. Still others are sensitive to other types of physical stimuli, such as mechanical displacement or changes in temperature. Thus, although the basic electrical signals of the nervous system are relatively stereotyped, the proteins responsible for generating these signals are remarkably diverse, conferring specialized signaling properties to the many different types of neurons that populate the nervous system.

تنوع کانال‌های یونی

بینش‌های اضافی بسیاری از مطالعات ژنتیکی کانال‌های یونی حاصل شده است: بیش از ۲۰۰ ژن کانال یونی کشف شده است، تعداد قابل توجهی که از کار هاجکین و هاکسلی قابل پیش‌بینی نبود. برای درک اهمیت عملکردی این تعداد زیاد ژن‌های کانال یونی، می‌توان انواع کانال‌های منفرد را به صورت انتخابی در سیستم‌های آزمایشی کاملاً تعریف‌شده، مانند سلول‌های کشت‌شده یا تخمک‌های قورباغه، بیان کرد و سپس با استفاده از تکنیک patch clamping و سایر تکنیک‌های فیزیولوژیکی مورد مطالعه قرار داد. ژن‌های کانال همچنین می‌توانند از ارگانیسم‌های قابل کنترل ژنتیکی، مانند موش‌ها یا مگس‌های میوه، حذف شوند تا نقش این کانال‌ها در ارگانیسم سالم مشخص شود. چنین مطالعاتی بسیاری از کانال‌های وابسته به ولتاژ را شناسایی کرده‌اند که به پتانسیل غشا تقریباً به همان روشی که کانال‌های ⁺Na و ⁺K که زمینه‌ساز پتانسیل عمل هستند، پاسخ می‌دهند. کانال‌های یونی وابسته به ولتاژ همچنین در طیف وسیعی از بیماری‌های عصبی نقش دارند (به کاربردهای بالینی مراجعه کنید). انواع دیگر کانال‌ها نسبت به ولتاژ غشا حساس نیستند، در عوض توسط سیگنال‌های شیمیایی که به دامنه‌های خارج سلولی یا داخل سلولی روی این پروتئین‌ها متصل می‌شوند، وابسته می‌شوند. برخی دیگر نیز به انواع دیگر محرک‌های فیزیکی، مانند جابجایی مکانیکی یا تغییرات دما، حساس هستند. بنابراین، اگرچه سیگنال‌های الکتریکی پایه سیستم عصبی نسبتاً کلیشه‌ای هستند، پروتئین‌های مسئول تولید این سیگنال‌ها به طرز چشمگیری متنوع هستند و خواص سیگنال‌دهی تخصصی را به انواع مختلف نورون‌هایی که در سیستم عصبی قرار دارند، اعطا می‌کنند.

Voltage-Gated Ion Channels

Voltage-gated ion channels that are selectively permeable to each of the major physiological ions—Na⁺, K⁺, Ca²⁺, and Cl^–—have been identified (Figure 4.6). Indeed, many different genes have been discovered for each type of voltage-gated channel; for example, there are ten human Na⁺ channel genes. This finding was unexpected because Na⁺ channels from many different cell types have similar functional properties, consistent with their origin from a single gene. It is now clear, however, that all of these Na⁺ channel genes (called SCN genes) produce proteins that differ in their structure, function, and distribution in specific tissues. For instance, in addition to the rapidly inactivating Na⁺ channels that underlie the action potential in many types of neurons, including the squid neurons studied by Hodgkin and Huxley, a voltage-sensitive Na⁺ channel that does not completely inactivate has been identified in mammalian neurons. This channel gives rise to a “persistent” Na⁺ current that helps regulate action potential threshold and repetitive firing. This channel serves as a target of local anesthetics such as procaine and lidocaine (see Clinical Applications, Chapter 2).

کانال‌های یونی وابسته به ولتاژ

کانال‌های یونی وابسته به ولتاژ که به طور انتخابی به هر یک از یون‌های فیزیولوژیکی اصلی – ⁺Na⁺، K⁺، Ca² و Cl- نفوذپذیر هستند، شناسایی شده‌اند (شکل 4.6). در واقع، ژن‌های مختلف زیادی برای هر نوع کانال وابسته به ولتاژ کشف شده‌اند؛ به عنوان مثال، ده ژن کانال ⁺Na انسانی وجود دارد. این یافته غیرمنتظره بود زیرا کانال‌های ⁺Na از انواع مختلف سلول، خواص عملکردی مشابهی دارند که با منشأ آنها از یک ژن واحد سازگار است. با این حال، اکنون مشخص است که همه این ژن‌های کانال ⁺Na (که ژن‌های SCN نامیده می‌شوند) پروتئین‌هایی تولید می‌کنند که در ساختار، عملکرد و توزیع در بافت‌های خاص متفاوت هستند. به عنوان مثال، علاوه بر کانال‌های ⁺Na که به سرعت غیرفعال می‌شوند و زیربنای پتانسیل عمل در بسیاری از انواع نورون‌ها، از جمله نورون‌های ماهی مرکب مورد مطالعه هاجکین و هاکسلی هستند، یک کانال ⁺Na حساس به ولتاژ که به طور کامل غیرفعال نمی‌شود، در نورون‌های پستانداران شناسایی شده است. این کانال باعث ایجاد یک جریان ⁺Na “مداوم” می‌شود که به تنظیم آستانه پتانسیل عمل و شلیک مکرر کمک می‌کند. این کانال به عنوان هدف بی‌حس‌کننده‌های موضعی مانند پروکائین و لیدوکائین عمل می‌کند (به کاربردهای بالینی، فصل 2 مراجعه کنید).

Na⁺ channels consist of motifs of six membrane-spanning regions, similar to those on the voltage-gated K⁺ channels shown in Figure 4.5, that are repeated four times, yielding a total of 24 transmembrane regions (see Figure 4.6A). Thus, one Na+ channel protein forms a structure very similar to that produced by four K+ channel subunits. Four of these transmembrane domains serve as voltage sensors that enable voltage-dependent gating of Na⁺ channels. In the center of Na⁺ channels is a pore that connects the extracellular and intracellular sides of the membrane. The selectivity filter of the Na⁺ channel pore, like that of the K⁺ channels shown in Figures 4.4 and 4.5, is formed by four pore loops. However, this selectivity filter is narrower to permit the smaller Na⁺, but not the larger K⁺, to diffuse through the Na⁺ channel pore and permeate across the membrane. Accessory proteins, called b subunits, regulate the function of Na⁺ channels.

کانال‌های ⁺Na از موتیف‌هایی از شش ناحیه‌ی پوشاننده‌ی غشاء تشکیل شده‌اند، مشابه آن‌هایی که در کانال‌های ⁺K دریچه‌دار ولتاژی نشان داده شده در شکل ۴.۵ وجود دارند، که چهار بار تکرار می‌شوند و در مجموع ۲۴ ناحیه‌ی غشایی ایجاد می‌کنند (شکل ۴.۶A را ببینید). بنابراین، یک پروتئین کانال ⁺Na ساختاری بسیار شبیه به ساختاری که توسط چهار زیرواحد کانال K+ تولید می‌شود، تشکیل می‌دهد. چهار مورد از این دامنه‌های غشایی به عنوان حسگرهای ولتاژ عمل می‌کنند که دریچه‌دار کردن وابسته به ولتاژ کانال‌های ⁺Na را ممکن می‌سازند. در مرکز کانال‌های ⁺Na منفذی وجود دارد که طرفین خارج سلولی و داخل سلولی غشاء را به هم متصل می‌کند. فیلتر انتخابی منفذ کانال ⁺Na، مانند کانال‌های ⁺K نشان داده شده در شکل‌های ۴.۴ و ۴.۵، توسط چهار حلقه‌ی منفذی تشکیل شده است. با این حال، این فیلتر انتخابی باریک‌تر است تا به ⁺Na کوچکتر، اما نه ⁺K بزرگتر، اجازه دهد از طریق منفذ کانال ⁺Na منتشر شود و در سراسر غشاء نفوذ کند. پروتئین‌های جانبی، به نام زیرواحدهای b، عملکرد کانال‌های ⁺Na را تنظیم می‌کنند.

FIGURE 4.6 Types of voltage-gated ion channels. Examples of voltage-gated channels include those selectively permeable to Na⁺ (A), Ca²⁺ (B), K⁺ (C), and Cl^– (D). All channels include a number of transmembrane domains that form pores; the selectivity filters of these pores determine ion selectivity, while other structures are responsible for sensing the membrane potential and for gating pore opening and closing. Side view shows the channels within the plasma membrane; top view shows the transmembrane structures of the channels, emphasizing similarities between the Na⁺, Ca²⁺, and K⁺ channels. y, a2d, and b indicate accessory subunits of the Ca²⁺ channel. (A after Ahuja et al., 2015; B after Wu et al., 2015; C from Long et al., 2005; D after Dutzler et al., 2002.)

شکل ۴.۶ انواع کانال‌های یونی دریچه‌دار ولتاژی. نمونه‌هایی از کانال‌های دریچه‌دار ولتاژی شامل کانال‌هایی هستند که به طور انتخابی به Na⁺ (A)، Ca²⁺ (B)، K⁺ (C) و Cl- (D) نفوذپذیرند. همه کانال‌ها شامل تعدادی دامنه غشایی هستند که منافذ را تشکیل می‌دهند. فیلترهای گزینش‌پذیری این منافذ، گزینش‌پذیری یون را تعیین می‌کنند، در حالی که سایر ساختارها مسئول حس کردن پتانسیل غشا و تنظیم باز و بسته شدن منافذ هستند. نمای جانبی، کانال‌های درون غشای پلاسما را نشان می‌دهد. نمای بالا، ساختارهای غشایی کانال‌ها را نشان می‌دهد و بر شباهت‌های بین کانال‌های Na+، Ca² و ⁺K تأکید می‌کند. y، a2d و b زیر واحدهای فرعی کانال ⁺Ca² را نشان می‌دهند. (A برگرفته از Ahuja و همکاران، 2015؛ B برگرفته از Wu و همکاران، 2015؛ C برگرفته از Long و همکاران، 2005؛ D برگرفته از Dutzler و همکاران، 2002.)

Other electrical responses in neurons rely on volt-age-gated  channels (see Figure 4.6B). Ca²⁺ chan-nels are similar in structure to Na⁺ channels, consisting of six membrane-spanning regions that are repeated four times and include positively charged voltage sen-sors that enable voltage-dependent gating. Ca²⁺ chan-nels also contain pore loops; these yield a pore that is selectively permeable to Ca²⁺ but otherwise look re-markably similar in structure to Na⁺ and K⁺ channels.

سایر پاسخ‌های الکتریکی در نورون‌ها به کانال‌های دریچه‌دار ولتاژی متکی هستند (شکل 4.6B را ببینید). کانال‌های ⁺Ca² از نظر ساختاری مشابه کانال‌های ⁺Na هستند و از شش ناحیه‌ی پوشاننده‌ی غشاء تشکیل شده‌اند که چهار بار تکرار شده‌اند و شامل حسگرهای ولتاژ با بار مثبت هستند که دریچه‌گذاری وابسته به ولتاژ را امکان‌پذیر می‌کنند. کانال‌های ⁺Ca² همچنین حاوی حلقه‌های منفذی هستند. این حلقه‌ها منفذی ایجاد می‌کنند که به طور انتخابی نسبت به ⁺Ca² نفوذپذیر است، اما در غیر این صورت از نظر ساختاری به طور قابل توجهی شبیه کانال‌های ⁺Na و ⁺K به نظر می‌رسند.

In some neurons, voltage-gated Ca²⁺ channels give rise to action potentials in much the same way as voltage-sensitive Na⁺ channels. In other neurons, Ca²⁺ channels prolong the duration of action potentials whose rising phases are generated by currents flowing through Na⁺ channels. More generally, by affecting intracellular Ca²⁺ concentrations, activation of Ca²⁺ channels regulates an enormous range of biochemical signaling processes within cells (see Chapter 7). Perhaps the most important brain process regulated by voltage-sensitive Ca²⁺ channels is the release of neurotransmitters at synapses (see Chapter 5). To mediate these diverse and crucial functions, ten different Ca²⁺ channel genes (CACNA genes) have been identified. Different types of Ca²⁺ channels vary in their activation and inactivation properties, allowing subtle variations in both electrical and chemical signaling processes mediated by Ca²⁺. Drugs that block voltage-gated Ca²⁺ channels are valuable in treating a variety of conditions that range from heart disease to anxiety disorders.

در برخی از نورون‌ها، کانال‌های ⁺Ca² وابسته به ولتاژ، پتانسیل‌های عمل را تقریباً به همان روشی که کانال‌های ⁺Na حساس به ولتاژ ایجاد می‌شوند، ایجاد می‌کنند. در سایر نورون‌ها، کانال‌های ⁺Ca² مدت زمان پتانسیل‌های عملی را که مراحل افزایشی آنها توسط جریان‌های عبوری از کانال‌های ⁺Na ایجاد می‌شود، طولانی‌تر می‌کنند. به طور کلی، با تأثیر بر غلظت‌های ⁺Ca² درون سلولی، فعال شدن کانال‌های ⁺Ca² طیف وسیعی از فرآیندهای سیگنالینگ بیوشیمیایی را در سلول‌ها تنظیم می‌کند (به فصل 7 مراجعه کنید). شاید مهمترین فرآیند مغزی که توسط کانال‌های ⁺Ca² حساس به ولتاژ تنظیم می‌شود، آزادسازی انتقال‌دهنده‌های عصبی در سیناپس‌ها باشد (به فصل 5 مراجعه کنید). برای واسطه‌گری این عملکردهای متنوع و حیاتی، ده ژن مختلف کانال ⁺Ca² (ژن‌های CACNA) شناسایی شده‌اند. انواع مختلف کانال‌های ⁺Ca² از نظر خواص فعال‌سازی و غیرفعال‌سازی متفاوت هستند و امکان تغییرات ظریف در فرآیندهای سیگنالینگ الکتریکی و شیمیایی که توسط ⁺Ca² واسطه‌گری می‌شوند را فراهم می‌کنند. داروهایی که کانال‌های ⁺Ca² وابسته به ولتاژ را مسدود می‌کنند، در درمان طیف وسیعی از بیماری‌ها از بیماری‌های قلبی گرفته تا اختلالات اضطرابی ارزشمند هستند.

K⁺ channels are by far the largest and most diverse class of voltage-gated ion channels (see Figure 4.6C). Nearly 100 K⁺ channel genes (KCN genes) are known, falling into several distinct groups that differ substantially in their activation, gating, and inactivation properties. Some take minutes to inactivate (Figure 4.7A), as found for the K⁺ channels of squid axons. Others inactivate within milliseconds, reminiscent of most voltage-gated Na⁺ channels (Figure 4.7B), and still others even faster (Figure 4.7C). These properties influence the duration and rate of action potential firing, with important consequences for axonal conduction, synaptic transmission and information processing. These voltage-gated K⁺ channels typically have the structural features described above: four subunits—each with six membrane-spanning domains, one pore loop, and a voltage sensor—that assemble to form a single functional ion channel (see Figure 4.6C).

کانال‌های ⁺K تا حد زیادی بزرگترین و متنوع‌ترین دسته از کانال‌های یونی وابسته به ولتاژ هستند (شکل 4.6C را ببینید). نزدیک به 100 ژن کانال ⁺K (ژن‌های KCN) شناخته شده‌اند که در چندین گروه مجزا قرار می‌گیرند که از نظر ویژگی‌های فعال‌سازی، دروازه‌سازی و غیرفعال‌سازی تفاوت‌های اساسی دارند. غیرفعال شدن برخی از آنها چند دقیقه طول می‌کشد (شکل 4.7A)، همانطور که برای کانال‌های ⁺K آکسون‌های ماهی مرکب یافت می‌شود. برخی دیگر در عرض چند میلی‌ثانیه غیرفعال می‌شوند، که یادآور اکثر کانال‌های ⁺Na وابسته به ولتاژ است (شکل 4.7B) و برخی دیگر حتی سریع‌تر (شکل 4.7C). این ویژگی‌ها بر مدت زمان و سرعت شلیک پتانسیل عمل تأثیر می‌گذارند و پیامدهای مهمی برای هدایت آکسونی، انتقال سیناپسی و پردازش اطلاعات دارند. این کانال‌های ⁺K وابسته به ولتاژ معمولاً دارای ویژگی‌های ساختاری شرح داده شده در بالا هستند: چهار زیر واحد – هر کدام با شش دامنه غشایی، یک حلقه منفذ و یک حسگر ولتاژ – که برای تشکیل یک کانال یونی عملکردی واحد جمع می‌شوند (شکل 4.6C را ببینید).

Two other types of K⁺ channels are responsible for the resting potential of neurons: the inward rectifier channels that respond to membrane hyperpolarization (Figure 4.7D) and the 2-P K⁺ channels that are insensitive to membrane potential but are gated by chemical signals such as pH changes (Figure 4.7E). These resting K⁺ channels deviate structurally from other K⁺ channels in several ways, with neither having a voltage sensor domain. Furthermore, inward rectifier K⁺ channels span the membrane only twice and have a single pore loop, while 2-P channels span the membrane four times and include two pore loops. Still other K⁺ channels respond to intracellular Ca²⁺ levels (Figure 4.7F). These channels have a unique structure consisting of seven transmembrane domains, including a voltage sensor and pore loop, as well as a cytoplasmic domain responsible for sensing intracellular Ca²⁺ (see Figure 4.8C).

دو نوع دیگر از کانال‌های ⁺K مسئول پتانسیل استراحت نورون‌ها هستند: کانال‌های یکسوکننده درونی که به هایپرپلاریزاسیون غشا پاسخ می‌دهند (شکل 4.7D) و کانال‌های⁺P-2 K که به پتانسیل غشا حساس نیستند اما توسط سیگنال‌های شیمیایی مانند تغییرات pH کنترل می‌شوند (شکل 4.7E). این کانال‌های ⁺K در حال استراحت از نظر ساختاری از سایر کانال‌های ⁺K به چندین روش متفاوت هستند و هیچ‌کدام دامنه حسگر ولتاژ ندارند. علاوه بر این، کانال‌های ⁺K یکسوکننده درونی فقط دو بار غشا را طی می‌کنند و یک حلقه منفذ دارند، در حالی که کانال‌های 2-P چهار بار غشا را طی می‌کنند و شامل دو حلقه منفذ هستند. سایر کانال‌های ⁺K نیز به سطوح ⁺Ca² درون سلولی پاسخ می‌دهند (شکل 4.7F). این کانال‌ها ساختار منحصر به فردی دارند که از هفت دامنه غشایی، از جمله یک حسگر ولتاژ و حلقه منفذ، و همچنین یک دامنه سیتوپلاسمی مسئول سنجش ⁺Ca² درون سلولی تشکیل شده است (شکل 4.8C را ببینید).

FIGURE 4.7 Diverse properties of K+ channels. Different types of K⁺ channels were expressed in Xenopus oocytes, and the voltage clamp method was used to change the membrane potential (top) and measure the resulting currents flowing through each type of channel. These K⁺ channels vary markedly in their gating properties, as evident in their currents (left) and conductances (right). (A) KV2.1 channels show little inactivation and are closely related to the delayed rectifier K⁺ channels involved in action potential repolarization. (B) KV4.1 channels inactivate during a depolarization and help regulate the interval between action potentials during repetitive firing. (C) HERG channels (KCNH2 gene) inactivate so rapidly that current flows only when inactivation is rapidly removed at the end of a depolarization. (D) Inward rectifying K⁺ channels allow more K⁺ current to flow at hyperpolarized potentials than at depolarized potentials. (E) 2-P K⁺ channels usually respond to chemical signals rather than to changes in membrane potential. In the case of the TASK channel (KCNK9 gene) shown here, changes in extracellular pH regulate channel opening while membrane potential changes do not. (F) Ca²⁺-activated K⁺ channels open in response to intracellular Ca²⁺ ions and, in some cases, membrane depolarization.

شکل ۴.۷ خواص متنوع کانال‌های ⁺K. انواع مختلف کانال‌های ⁺K در اووسیت‌های Xenopus بیان شدند و از روش گیره ولتاژ برای تغییر پتانسیل غشا (بالا) و اندازه‌گیری جریان‌های حاصل از عبور از هر نوع کانال استفاده شد. این کانال‌های ⁺K به طور قابل توجهی در خواص دروازه‌ای خود متفاوت هستند، همانطور که در جریان‌های آنها (چپ) و رسانایی (راست) مشهود است. (الف) کانال‌های KV2.1 غیرفعال شدن کمی را نشان می‌دهند و ارتباط نزدیکی با کانال‌های ⁺K یکسوکننده تأخیری دارند که در رپولاریزاسیون پتانسیل عمل دخیل هستند. (ب) کانال‌های KV4.1 در طول دپولاریزاسیون غیرفعال می‌شوند و به تنظیم فاصله بین پتانسیل‌های عمل در طول شلیک مکرر کمک می‌کنند. (ج) کانال‌های HERG (ژن KCNH2) آنقدر سریع غیرفعال می‌شوند که جریان فقط زمانی جریان می‌یابد که غیرفعال شدن به سرعت در انتهای دپولاریزاسیون حذف شود. (د) کانال‌های ⁺K یکسوکننده به سمت داخل اجازه می‌دهند جریان ⁺K بیشتری در پتانسیل‌های هایپرپلاریزه نسبت به پتانسیل‌های دپولاریزه جریان یابد. (ه) کانال‌های K⁺ 2-P معمولاً به سیگنال‌های شیمیایی پاسخ می‌دهند تا به تغییرات در پتانسیل غشا. در مورد کانال TASK (ژن KCNK9) که در اینجا نشان داده شده است، تغییرات در pH خارج سلولی، باز شدن کانال را تنظیم می‌کند در حالی که تغییرات پتانسیل غشا این کار را نمی‌کنند. (F) کانال‌های ⁺K فعال شده توسط ⁺Ca² در پاسخ به یون‌های ⁺Ca² درون سلولی و در برخی موارد، دپلاریزاسیون غشا باز می‌شوند.

Finally, several types of Cl^– channel genes (CLCN genes), encoding different voltage-gated Cl^– channels, have been identified (see Figure 4.6D). These channels are present in every type of neuron, where they control excitability, contribute to the resting membrane potential, and help regulate cell volume. Chloride channels are structurally distinct from all other voltage-gated channels, consisting of dimers of two identical subunits that span the plasma membrane many times. Within each subunit is an ion-conducting pore, so that a complete Cl^– channel has two separate pores (see Figure 4.6D). The selectivity filter of these pores includes positive charges that coordinate the negative Cl^– as they diffuse from one side of the membrane to the other. Cl^– channels do not have the type of voltage sensor found in voltage-gated Na⁺, Ca²⁺, or K⁺ channels. Instead, their voltage dependence seems to arise from voltage-dependent movement of a negatively charged amino acid near the selectivity filter.

در نهایت، چندین نوع ژن کانال -Cl (ژن‌های CLCN)، که کانال‌های -Cl دریچه‌دار ولتاژی مختلفی را رمزگذاری می‌کنند، شناسایی شده‌اند (شکل 4.6D را ببینید). این کانال‌ها در هر نوع نورونی وجود دارند، جایی که تحریک‌پذیری را کنترل می‌کنند، در پتانسیل استراحت غشاء نقش دارند و به تنظیم حجم سلول کمک می‌کنند. کانال‌های کلرید از نظر ساختاری با سایر کانال‌های دریچه‌دار ولتاژی متفاوت هستند و از دیمرهای دو زیر واحد یکسان تشکیل شده‌اند که بارها در غشای پلاسمایی امتداد می‌یابند. در داخل هر زیر واحد یک منفذ هدایت کننده یون وجود دارد، به طوری که یک کانال -Cl کامل دارای دو منفذ جداگانه است (شکل 4.6D را ببینید). فیلتر انتخابی این منافذ شامل بارهای مثبتی است که -Cl منفی را هنگام انتشار از یک طرف غشاء به طرف دیگر هماهنگ می‌کنند. کانال‌های -Cl نوع حسگر ولتاژ موجود در کانال‌های Na⁺، Ca² یا ⁺K دریچه‌دار ولتاژی را ندارند. در عوض، به نظر می‌رسد وابستگی ولتاژ آنها از حرکت وابسته به ولتاژ یک اسید آمینه با بار منفی در نزدیکی فیلتر انتخابی ناشی می‌شود.

In summary, voltage-gated ion channels are integral membrane proteins with characteristic structures that allow them to conduct ions and to open or close according to the transmembrane potential. Defects in these channel functions, associated with gene mutations, lead to a variety of neurological disorders (Clinical Applications).

به طور خلاصه، کانال‌های یونی وابسته به ولتاژ، پروتئین‌های غشایی جدایی‌ناپذیر با ساختارهای مشخصی هستند که به آنها اجازه می‌دهد یون‌ها را هدایت کنند و بر اساس پتانسیل غشایی باز یا بسته شوند. نقص در عملکرد این کانال‌ها، همراه با جهش‌های ژنی، منجر به انواع اختلالات عصبی می‌شود (کاربردهای بالینی).

           CLINICAL APPLICATIONS

Neurological Diseases Caused by Altered Ion Channels

Numerous genetic diseases, collectively called channelopathies, result from mutations in ion channel genes. For  example, more than 20 different inherited diseases are associated with mutations in Na⁺ channel genes. Numerous other diseases result from mutations in other voltage-gated ion channels, as well as mutations in ligand-gated ion channels, such as receptors for the neurotransmitters acetylcholine, glutamate, and GABA. Here we will focus on neurological disorders caused by defects in voltage-gated ion channels.

کاربردهای بالینی

بیماری‌های عصبی ناشی از کانال‌های یونی تغییر یافته

بیماری‌های ژنتیکی متعددی که در مجموع کانالوپاتی نامیده می‌شوند، ناشی از جهش در ژن‌های کانال یونی هستند. به عنوان مثال، بیش از 20 بیماری ارثی مختلف با جهش در ژن‌های کانال ⁺Na مرتبط هستند. بیماری‌های متعدد دیگری نیز ناشی از جهش در سایر کانال‌های یونی وابسته به ولتاژ و همچنین جهش در کانال‌های یونی وابسته به لیگاند، مانند گیرنده‌های انتقال‌دهنده‌های عصبی استیل کولین، گلوتامات و GABA، هستند. در اینجا ما بر اختلالات عصبی ناشی از نقص در کانال‌های یونی وابسته به ولتاژ تمرکز خواهیم کرد.

Epilepsy

Epilepsy is a class of neurological disorders associated with recurrent seizures, which are spontaneous bouts of rhythmic firing of large groups of neurons caused by hyperexcitability of brain networks (see Clinical Applications, Chapter 8). While many types of epilepsy are sporadic, meaning they have no known genetic origin, other forms of epilepsy are inherited. Mutations in no fewer than five different Na⁺ channel genes (SCNAs), seven K⁺ channel genes (KCNs), and two Ca²⁺ channel genes (CACNs) have been implicated  in  epilepsies.  Severe  myoclonic epilepsy of infancy causes intractable seizures that begin in the first postnatal year. Most cases of this disorder are associated with missense or nonsense mutations in the SCNA1 or SCNA2 genes that reduce Na+ channel function. This causes a preferential impairment in the ability of inhibitory interneurons to fire action potentials, leading to the hyperexcitability that causes the severe seizures. Defects in any of three Na⁺ channel genes are known to cause generalized epilepsy with febrile seizures (GEFS), which begins in infancy and usually continues through early puberty. These mutations cause a slowing of Na⁺ channel inactivation, which may explain the neuronal hyperexcitability underlying GEFS. Other types of epilepsies associated with Na+ channel defects include migrating partial seizures of infancy, benign familial neonatal infantile seizures, and infantile epileptic encephalopathy.

صرع

صرع دسته‌ای از اختلالات عصبی مرتبط با تشنج‌های مکرر است که حملات خودبه‌خودی شلیک ریتمیک گروه‌های بزرگی از نورون‌ها ناشی از تحریک‌پذیری بیش از حد شبکه‌های مغزی هستند (به کاربردهای بالینی، فصل 8 مراجعه کنید). در حالی که بسیاری از انواع صرع پراکنده هستند، به این معنی که هیچ منشأ ژنتیکی شناخته‌شده‌ای ندارند، سایر اشکال صرع ارثی هستند. جهش در حداقل پنج ژن مختلف کانال Na⁺ (SCNA)، هفت ژن کانال K⁺ (KCN) و دو ژن کانال Ca²⁺ (CACN) در صرع‌ها دخیل بوده‌اند. صرع میوکلونیک شدید نوزادی باعث تشنج‌های مقاوم به درمان می‌شود که در سال اول پس از تولد شروع می‌شوند. اکثر موارد این اختلال با جهش‌های missense یا nonsense در ژن‌های SCNA1 یا SCNA2 مرتبط هستند که عملکرد کانال ⁺Na را کاهش می‌دهند. این امر باعث اختلال ترجیحی در توانایی نورون‌های رابط مهاری برای شلیک پتانسیل‌های عمل می‌شود و منجر به تحریک‌پذیری بیش از حد می‌شود که باعث تشنج‌های شدید می‌شود. نقص در هر یک از سه ژن کانال ⁺Na باعث ایجاد صرع عمومی همراه با تشنج ناشی از تب (GEFS) می‌شود که از نوزادی شروع می‌شود و معمولاً تا اوایل بلوغ ادامه می‌یابد. این جهش‌ها باعث کند شدن غیرفعال شدن کانال ⁺Na می‌شوند که ممکن است تحریک‌پذیری بیش از حد عصبی زمینه‌ساز GEFS را توضیح دهد. انواع دیگر صرع‌های مرتبط با نقص کانال ⁺Na شامل تشنج‌های جزئی مهاجر در نوزادی، تشنج‌های خوش‌خیم خانوادگی نوزادی و انسفالوپاتی صرعی نوزادی است.

Another type of seizure, benign familial neonatal convulsion (BFNC), is due to K⁺ channel mutations. This disease is characterized by frequent brief seizures commencing within the first week of life and disappearing spontaneously within a few months. BFNC has been mapped to at least two voltage-gated K⁺ channel genes, KCNQ2 and KCNQ3, with a reduction in K⁺ current flow through the mutated channels probably causing the neuronal hyperexcitability associated with BFNC. Mutations in other KCN genes cause numerous other forms of epilepsy, including generalized epilepsy with paroxysmal movement disorder and myoclonic epilepsy.

نوع دیگری از تشنج، تشنج خوش‌خیم خانوادگی نوزادی (BFNC)، به دلیل جهش‌های کانال⁺K رخ می‌دهد. این بیماری با تشنج‌های کوتاه و مکرر که در هفته اول زندگی شروع می‌شوند و خود به خود در عرض چند ماه از بین می‌روند، مشخص می‌شود. BFNC حداقل به دو ژن کانال ⁺K وابسته به ولتاژ، KCNQ2 و KCNQ3، مرتبط دانسته شده است، که کاهش جریان ⁺K از طریق کانال‌های جهش‌یافته احتمالاً باعث تحریک‌پذیری بیش از حد نورونی مرتبط با BFNC می‌شود. جهش در سایر ژن‌های KCN باعث ایجاد اشکال متعدد دیگری از صرع، از جمله صرع عمومی با اختلال حرکتی حمله‌ای و صرع میوکلونیک می‌شود.

Mutations in at least two Ca²⁺ channel genes also cause epilepsy: Mutations in either CACNA1H or CACNA1A cause childhood absence epilepsy, which presents with loss of awareness or responsiveness without overt movements.

جهش در حداقل دو ژن کانال ⁺Ca² نیز باعث صرع می‌شود: جهش در CACNA1H یا CACNA1A باعث صرع غایب دوران کودکی می‌شود که با از دست دادن هوشیاری یا پاسخگویی بدون حرکات آشکار بروز می‌کند.

Ataxia

Ataxia refers to loss of voluntary motor movement, often associated with impairment of cerebellar function (see Chapter 19). Episodic ataxia type 1 (EA1) is characterized by brief episodes of ataxia and has been linked to defects in the gene for a voltage-gated K⁺ channel, KCNA1. These are typically missense mutations that may produce clinical symptoms by impairing action potential repolarization. In episodic ataxia type 2 (EA2), affected individuals suffer recurrent attacks of abnormal limb movements and severe ataxia. These problems are sometimes accompanied by vertigo, nausea, and headache. EA2 is caused by a variety of types of mutations in the CACNA1A gene, which may cause the clinical manifestations of the disease by reducing current flow through Ca²⁺ channels. Spinocerebellar ataxia type 6 (SCA6) also is caused by CACNA1A mutations; in this case, the mutations encode additional glutamine residues on Ca²⁺ channels, leading to a progressive de generation of cerebellar Purkinje cells that is the cause of ataxia. SCA6 is thus an example of polyglutamine expansion that underlies many types of neurodegenerative disorders.

آتاکسی

آتاکسی به از دست دادن حرکات ارادی اشاره دارد که اغلب با اختلال در عملکرد مخچه همراه است (به فصل 19 مراجعه کنید). آتاکسی اپیزودیک نوع 1 (EA1) با دوره‌های کوتاه آتاکسی مشخص می‌شود و با نقص در ژن مربوط به کانال K+ وابسته به ولتاژ، KCNA1، مرتبط دانسته شده است. این جهش‌ها معمولاً جهش‌های بی‌معنی هستند که ممکن است با اختلال در رپولاریزاسیون پتانسیل عمل، علائم بالینی ایجاد کنند. در آتاکسی اپیزودیک نوع 2 (EA2)، افراد مبتلا از حملات مکرر حرکات غیرطبیعی اندام و آتاکسی شدید رنج می‌برند. این مشکلات گاهی اوقات با سرگیجه، حالت تهوع و سردرد همراه است. EA2 توسط انواع مختلفی از جهش‌ها در ژن CACNA1A ایجاد می‌شود که ممکن است با کاهش جریان از طریق کانال‌های ⁺Ca² باعث تظاهرات بالینی بیماری شود. آتاکسی نخاعی-مخچه‌ای نوع 6 (SCA6) نیز توسط جهش‌های CACNA1A ایجاد می‌شود. در این مورد، جهش‌ها، باقیمانده‌های گلوتامین اضافی را روی کانال‌های ⁺Ca² کدگذاری می‌کنند که منجر به تخریب پیشرونده سلول‌های پورکنژ مخچه می‌شود که علت آتاکسی است. بنابراین SCA6 نمونه‌ای از گسترش پلی‌گلوتامین است که زمینه‌ساز بسیاری از انواع اختلالات نورودژنراتیو است.

Migraine headaches

Migraines are recurrent headaches that typically last for hours and affect half of the head. Familial hemiplegic migraine type 1 (FHM1) is characterized by migraine attacks that can last 1 to 3 days. During such episodes, patients experience severe headaches and vomiting. Several mutations in a voltage-gated Ca²⁺ channel gene (CACNA1A) have been identified in families with FHM1, each having different clinical symptoms. For example, a mutation in the pore-forming region of the channel produces hemiplegic migraine along with progressive cerebellar ataxia, whereas other mutations cause only the usual FHM1 symptoms. These are gain-of-function mutations that increase the amount of current flowing through Ca²⁺ channels. A mutation in the SCNA1 gene causes another form of FHM, familial hemiplegic migraine type 3. It is unknown how these changes in Ca²⁺ or Na+ channel properties lead to migraine attacks.

سردردهای میگرنی

میگرن‌ها سردردهای عودکننده‌ای هستند که معمولاً ساعت‌ها طول می‌کشند و نیمی از سر را تحت تأثیر قرار می‌دهند. میگرن همی‌پلژیک خانوادگی نوع ۱ (FHM1) با حملات میگرنی مشخص می‌شود که می‌تواند ۱ تا ۳ روز طول بکشد. در طول چنین دوره‌هایی، بیماران سردردهای شدید و استفراغ را تجربه می‌کنند. چندین جهش در ژن کانال ⁺Ca² وابسته به ولتاژ (CACNA1A) در خانواده‌های مبتلا به FHM1 شناسایی شده است که هر کدام علائم بالینی متفاوتی دارند. به عنوان مثال، جهش در ناحیه تشکیل‌دهنده منافذ کانال، میگرن همی‌پلژیک را همراه با آتاکسی مخچه‌ای پیشرونده ایجاد می‌کند، در حالی که جهش‌های دیگر فقط علائم معمول FHM1 را ایجاد می‌کنند. اینها جهش‌های افزایش عملکرد هستند که میزان جریان عبوری از کانال‌های ⁺Ca² را افزایش می‌دهند. جهش در ژن SCNA1 باعث شکل دیگری از FHM، میگرن همی‌پلژیک خانوادگی نوع ۳، می‌شود. مشخص نیست که چگونه این تغییرات در خواص کانال ⁺Ca² یا ⁺Na منجر به حملات میگرنی می‌شود.

Pain

Numerous channelopathies are associated with either increases or decreases in pain perception. These are typically diseases of peripheral nerve, particularly in the nociceptive neurons of the dorsal root ganglia (see Chapter 10). These neurons express a unique type of Na⁺ channel, encoded by the SCN9A gene, that regulates their excitability. Mutations in SCN9A underlie two syndromes associated with increased pain perception: inherited erythromelagia (IEM) and paroxysmal extreme pain disorder (PEPD). IEM patients experience intense burning pain. The SCN9A mutation associated with this syndrome is a gain-offunction mutation that shifts the voltage dependence of Na⁺ channel gating to more hyperpolarized potentials, increasing the amount of Na⁺ current produced by depolarization (Figure A). This enhances repetitive firing of action potentials (Figure B), which presumably causes the painful burning sensation. PEPD patients experience severe visceral pain and have a different mutation in SCN9A that impairs Na⁺ channel inactivation, leading to longer-lasting Na⁺ current. How this persistent Na⁺ current leads to PEPD symptoms is not yet known. Loss-offunction mutations in SCN9A are associated with congenital insensitivity to pain, which causes patients to lack the ability to sense painful stimuli that indicate bodily harm. Likewise, mutations in another Na⁺ channel gene, SCN11A, can also produce congenital insensitivity to pain.

درد

کانالوپاتی‌های متعددی با افزایش یا کاهش درک درد مرتبط هستند. این‌ها معمولاً بیماری‌های عصب محیطی، به ویژه در نورون‌های دردزا در گانگلیون‌های ریشه پشتی هستند (به فصل 10 مراجعه کنید). این نورون‌ها نوع منحصر به فردی از کانال ⁺Na را بیان می‌کنند که توسط ژن SCN9A کدگذاری می‌شود و تحریک‌پذیری آن‌ها را تنظیم می‌کند. جهش در SCN9A زمینه‌ساز دو سندرم مرتبط با افزایش درک درد است: اریتروملژی ارثی (IEM) و اختلال درد شدید حمله‌ای (PEPD). بیماران IEM درد سوزشی شدید را تجربه می‌کنند. جهش SCN9A مرتبط با این سندرم، یک جهش افزایش عملکرد است که وابستگی ولتاژ دروازه کانال ⁺Na را به پتانسیل‌های هایپرپلاریزه‌تر تغییر می‌دهد و مقدار جریان ⁺Na تولید شده توسط دپلاریزاسیون را افزایش می‌دهد (شکل A). این امر شلیک مکرر پتانسیل‌های عمل را افزایش می‌دهد (شکل B)، که احتمالاً باعث احساس سوزش دردناک می‌شود. بیماران PEPD درد احشایی شدیدی را تجربه می‌کنند و جهش متفاوتی در SCN9A دارند که غیرفعال شدن کانال ⁺Na را مختل می‌کند و منجر به جریان ⁺Na طولانی‌تر می‌شود. اینکه چگونه این جریان مداوم ⁺Na منجر به علائم PEPD می‌شود، هنوز مشخص نیست. جهش‌های از دست دادن عملکرد در SCN9A با عدم حساسیت مادرزادی به درد مرتبط هستند، که باعث می‌شود بیماران توانایی حس کردن محرک‌های دردناکی که نشان دهنده آسیب بدنی هستند را نداشته باشند. به همین ترتیب، جهش در ژن کانال ⁺Na دیگر، SCN11A، نیز می‌تواند باعث عدم حساسیت مادرزادی به درد شود.

(A) Enhancement in voltage-gated Na⁺ current caused by IEM-associated mutation in the SCN9A gene. Wild type refers to the normal, unmutated form of channel. (After Waxman and Zamponi, 2014.) (B) Increased action potential firing caused by IEM-associated mutation in the SCN9A gene. (After Waxman and Zamponi, 2014.)

(الف) افزایش جریان ⁺Na وابسته به ولتاژ ناشی از جهش مرتبط با IEM در ژن SCN9A. نوع وحشی به شکل طبیعی و بدون جهش کانال اشاره دارد. (پس از Waxman و Zamponi، ۲۰۱۴.) (ب) افزایش شلیک پتانسیل عمل ناشی از جهش مرتبط با IEM در ژن SCN9A. (پس از Waxman و Zamponi، ۲۰۱۴.)

Deafness

Hearing loss is the most common sensory disorder in humans. Congenital hearing impairment is a genetically diverse spectrum of disorders; deafness is linked to mutations in more than 50 genes, including the genes for ion channels and active transporters. Sinoatrial node dysfunction and deafness (SANDD) is caused by a mutation in the CACNA1D gene that encodes a voltage-gated Ca²⁺ channel expressed in both heart muscle cells and cochlear hair cells (see Chapter 13). As indicated by the name, SANDD patients suffer from both cardiac dysfunction as well as congenital deafness. The SANDD-associated mutation in the CACNA1D gene disrupts Ca²⁺ permeation through the Ca²⁺ channel, eliminating Ca²⁺ influx (Figure C). This causes deafness via loss of Ca²⁺-dependent neurotransmitter release from the hair cells, while cardiac dysfunction results from disrupted action potential generation. At least two other hearing disorders also are caused by ion channel mutations. The progressive loss of hearing associated with nonsyndromic sensorineural deafness type 2 is due to mutations in KCNQ4, a voltage-gated K⁺ channel found in hair cells of the auditory and vestibular systems. Deafness in Bartter syndrome type IV is caused by mutations in barttin, a b subunit of the ClC Cl⁻ channels.

ناشنوایی

ناشنوایی شایع‌ترین اختلال حسی در انسان است. اختلال شنوایی مادرزادی طیف متنوعی از اختلالات ژنتیکی است؛ ناشنوایی با جهش در بیش از 50 ژن، از جمله ژن‌های مربوط به کانال‌های یونی و ناقل‌های فعال، مرتبط است. اختلال عملکرد و ناشنوایی گره سینوسی-دهلیزی (SANDD) ناشی از جهش در ژن CACNA1D است که یک کانال ⁺Ca² وابسته به ولتاژ را که هم در سلول‌های ماهیچه قلب و هم در سلول‌های مویی حلزون بیان می‌شود، کدگذاری می‌کند (به فصل 13 مراجعه کنید). همانطور که از نام آن مشخص است، بیماران SANDD هم از اختلال عملکرد قلبی و هم از ناشنوایی مادرزادی رنج می‌برند. جهش مرتبط با SANDD در ژن CACNA1D، نفوذ ⁺Ca² را از طریق کانال ⁺Ca² مختل می‌کند و ورود ⁺Ca² را از بین می‌برد (شکل C). این امر باعث ناشنوایی از طریق از دست دادن آزادسازی انتقال‌دهنده عصبی وابسته به ⁺Ca² از سلول‌های مویی می‌شود، در حالی که اختلال عملکرد قلبی ناشی از اختلال در تولید پتانسیل عمل است. حداقل دو اختلال شنوایی دیگر نیز توسط جهش‌های کانال یونی ایجاد می‌شوند. از دست دادن پیشرونده شنوایی مرتبط با ناشنوایی حسی-عصبی غیرسندرمی نوع ۲ به دلیل جهش در KCNQ4، یک کانال ⁺K وابسته به ولتاژ است که در سلول‌های مویی سیستم‌های شنوایی و دهلیزی یافت می‌شود. ناشنوایی در سندرم بارتر نوع IV ناشی از جهش در بارتتین، زیر واحد ab از کانال‌های ClC Cl− است.

(C) Loss of voltage-gated Ca²⁺ current caused by SANDD-associated mutation in the CACNA1D gene. (After Baig et al., 2011.)

(ج) از دست دادن جریان ⁺Ca² وابسته به ولتاژ ناشی از جهش مرتبط با SANDD در ژن CACNA1D. (به نقل از Baig و همکاران، ۲۰۱۱)

Blindness

X-linked congenital stationary night blindness (CSNB) is a recessive retinal disorder that causes night blindness, decreased visual acuity, myopia, nystagmus, and strabismus. Complete CSNB causes retinal rod photoreceptors to be nonfunctional. Incomplete CSNB causes subnormal (but measurable) functioning of both rod and cone photoreceptors. Like EA2, the incomplete type of CSNB is caused by mutations producing truncated Ca²⁺ channels, in this case the CACNA1F channel. Abnormal retinal function may arise from decreased Ca²⁺ currents and neurotransmitter release from photoreceptors (see Chapter 11).

نابینایی

شب کوری ثابت مادرزادی وابسته به X (CSNB) یک اختلال شبکیه مغلوب است که باعث شب کوری، کاهش حدت بینایی، نزدیک بینی، نیستاگموس و استرابیسم می‌شود. CSNB کامل باعث می‌شود گیرنده‌های نوری میله‌ای شبکیه غیرفعال باشند. CSNB ناقص باعث عملکرد غیرطبیعی (اما قابل اندازه‌گیری) گیرنده‌های نوری میله‌ای و مخروطی می‌شود. مانند EA2، نوع ناقص CSNB ناشی از جهش‌هایی است که کانال‌های ⁺Ca² کوتاه شده ایجاد می‌کنند، در این مورد کانال CACNA1F. عملکرد غیرطبیعی شبکیه ممکن است از کاهش جریان‌های ⁺Ca² و آزادسازی انتقال‌دهنده‌های عصبی از گیرنده‌های نوری ناشی شود (به فصل 11 مراجعه کنید).

In summary, ion channels are frequent targets of neurological disorders, emphasizing the value of understanding ion channel function for elucidating the etiology of these disorders. In turn, channelopathies are a valuable window for further understanding the roles of ion channels in the function of the brain and peripheral nervous system.

به طور خلاصه، کانال‌های یونی اهداف مکرر اختلالات عصبی هستند و بر ارزش درک عملکرد کانال‌های یونی برای روشن شدن علت این اختلالات تأکید می‌کنند. به نوبه خود، کانالوپاتی‌ها دریچه ارزشمندی برای درک بیشتر نقش کانال‌های یونی در عملکرد مغز و سیستم عصبی محیطی هستند.

Ligand-Gated Ion Channels

Many types of ion channels respond to chemical signals (ligands) rather than to changes in the membrane potential (Figure 4.8). The most important of these ligand-gated ion channels in the nervous system are neurotransmitter receptors, which are activated by binding of neurotransmitters to their extracellular domains (see Figure 4.8A). These channels are essential for synaptic transmission and other forms of cellular signaling phenomena discussed in Chapters 5–8. Whereas the voltage-gated ion channels underlying the action potential typically allow only one type of ion to permeate, channels activated by extracellular ligands are usually less selective, often allowing multiple types of ions to flow. For example, the neurotransmitter receptors involved in excitatory synaptic transmission typically are permeable to both Na⁺ and K⁺, as well as to other cations. The structures and gating mechanisms of neurotransmitter receptors are discussed in detail in Chapter 6. Another important class of channels activated by extracellular chemical signals is the acid-sensing ion channels (ASICs). These Na⁺ channels are gated by external H⁺, rather than by voltage, and are important for a wide range of functions including taste and pain sensation.

کانال‌های یونی دریچه‌دار لیگاندی

بسیاری از انواع کانال‌های یونی به سیگنال‌های شیمیایی (لیگاندها) پاسخ می‌دهند تا به تغییرات پتانسیل غشا (شکل ۴.۸). مهم‌ترین این کانال‌های یونی دریچه‌دار لیگاندی در سیستم عصبی، گیرنده‌های انتقال‌دهنده عصبی هستند که با اتصال انتقال‌دهنده‌های عصبی به دامنه‌های خارج سلولی خود فعال می‌شوند (شکل ۴.۸A را ببینید). این کانال‌ها برای انتقال سیناپسی و سایر اشکال پدیده‌های سیگنالینگ سلولی که در فصل‌های ۵ تا ۸ مورد بحث قرار گرفته‌اند، ضروری هستند. در حالی که کانال‌های یونی دریچه‌دار ولتاژی که در پتانسیل عمل نقش دارند، معمولاً فقط به یک نوع یون اجازه نفوذ می‌دهند، کانال‌های فعال شده توسط لیگاندهای خارج سلولی معمولاً کمتر انتخابی هستند و اغلب به چندین نوع یون اجازه جریان می‌دهند. به عنوان مثال، گیرنده‌های انتقال‌دهنده عصبی که در انتقال سیناپسی تحریکی دخیل هستند، معمولاً به ⁺Na و ⁺K و همچنین به سایر کاتیون‌ها نفوذپذیر هستند. ساختارها و مکانیسم‌های دروازه‌ای گیرنده‌های انتقال‌دهنده عصبی به تفصیل در فصل 6 مورد بحث قرار گرفته‌اند. دسته مهم دیگری از کانال‌های فعال‌شده توسط سیگنال‌های شیمیایی خارج سلولی، کانال‌های یونی حسگر اسید (ASIC) هستند. این کانال‌های ⁺Na به جای ولتاژ، توسط ⁺H خارجی دروازه‌بندی می‌شوند و برای طیف وسیعی از عملکردها از جمله حس چشایی و درد مهم هستند.

Other ligand-gated channels are sensitive to chemical signals arising within the cytoplasm of neurons (see Chapter 7), and can be selective for specific ions such as K⁺ or Cl^–, or permeable to all physiological cations. Such channels are distinguished by ligand-binding domains on their intracellular surfaces that interact with second messengers such as Ca²⁺, the cyclic nucleotides cAMP and cGMP, or protons. Examples of channels that respond to intracellular cues include Ca²⁺-activated K⁺ channels (see Figure 4.8C), and the cyclic nucleotide-gated cation channel (see Figure 4.8D). The main function of these channels is to convert intracellular chemical signals into electrical information. This process is particularly important in sensory transduction, where intracellular second messenger signals associated with sensory stimuli—such as odors and light—are transduced into electrical signals by cyclic nucleotide-gated channels.

سایر کانال‌های دریچه‌دار لیگاندی به سیگنال‌های شیمیایی ناشی از سیتوپلاسم نورون‌ها حساس هستند (به فصل 7 مراجعه کنید) و می‌توانند برای یون‌های خاصی مانند ⁺K یا -Cl گزینشی باشند، یا نسبت به همه کاتیون‌های فیزیولوژیکی نفوذپذیر باشند. چنین کانال‌هایی با دامنه‌های اتصال لیگاند روی سطوح درون سلولی خود که با پیام‌رسان‌های ثانویه مانند ⁺Ca² ، نوکلئوتیدهای حلقوی cAMP و cGMP یا پروتون‌ها تعامل دارند، متمایز می‌شوند. نمونه‌هایی از کانال‌هایی که به نشانه‌های درون سلولی پاسخ می‌دهند شامل کانال‌های ⁺K فعال‌شده توسط ⁺Ca² (شکل 4.8C را ببینید) و کانال کاتیون دریچه‌دار نوکلئوتیدی حلقوی (شکل 4.8D را ببینید) است. عملکرد اصلی این کانال‌ها تبدیل سیگنال‌های شیمیایی درون سلولی به اطلاعات الکتریکی است. این فرآیند به ویژه در انتقال حسی اهمیت دارد، جایی که سیگنال‌های پیام‌رسان ثانویه درون سلولی مرتبط با محرک‌های حسی – مانند بوها و نور – توسط کانال‌های دریچه‌دار نوکلئوتیدی حلقوی به سیگنال‌های الکتریکی تبدیل می‌شوند.

FIGURE 4.8 Ligand-gated ion channels. Some ligand-gated ion channels are activated by the extracellular presence of neurotransmitters, such as glutamate (A), while others are activated by extracellular H⁺ (B). Still other channels are activated by intracellular second messengers, such as Ca²⁺ (C) or the cyclic nucleotides cAMP and cGMP (D). (A from Sobolevsky et al., 2009; B from Gonzalez et al., 2009; C from Hite et al., 2017; D from Li et al., 2017.)

شکل ۴.۸ کانال‌های یونی دریچه‌دار لیگاندی. برخی از کانال‌های یونی دریچه‌دار لیگاندی توسط حضور خارج سلولی انتقال‌دهنده‌های عصبی مانند گلوتامات (A) فعال می‌شوند، در حالی که برخی دیگر توسط ⁺H خارج سلولی (B) فعال می‌شوند. کانال‌های دیگری نیز توسط پیام‌رسان‌های ثانویه درون سلولی مانند Ca²⁺ (C) یا نوکلئوتیدهای حلقوی cAMP و cGMP (D) فعال می‌شوند. (A از Sobolevsky و همکاران، ۲۰۰۹؛ B از Gonzalez و همکاران، ۲۰۰۹؛ C از Hite و همکاران، ۲۰۱۷؛ D از Li و همکاران، ۲۰۱۷.)

Although many ligand-gated ion channels are located in the cell surface membrane, others are found in the membranes of intracellular organelles such as mitochondria or the endoplasmic reticulum. Some of these latter channels are selectively permeable to Ca²⁺ and regulate the release of Ca²⁺ from the lumen of the endoplasmic reticulum into the cytoplasm, where this second messenger can trigger a spectrum of cellular responses such as those described in Chapter 7.

اگرچه بسیاری از کانال‌های یونی وابسته به لیگاند در غشای سطح سلول قرار دارند، برخی دیگر در غشای اندامک‌های درون سلولی مانند میتوکندری یا شبکه آندوپلاسمی یافت می‌شوند. برخی از این کانال‌های اخیر به طور انتخابی نسبت به ⁺Ca² نفوذپذیر هستند و آزادسازی ⁺Ca² را از لومن شبکه آندوپلاسمی به سیتوپلاسم تنظیم می‌کنند، جایی که این پیام‌رسان ثانویه می‌تواند طیفی از پاسخ‌های سلولی مانند آنچه در فصل 7 شرح داده شده است را آغاز کند.

Thermosensitive and Mechanosensitive Channels

Still other ion channels respond to other forms of stimuli, such as heat. Thermosensitive ion channels (Figure 4.9A), including some members of the transient receptor potential (TRP) gene family, contribute to the sensations of pain and body temperature. These cation channels open in response to specific temperature ranges, with some activated by cold temperatures rather than by heat. In some cases, channel gating is mediated by a unique mechanism based on a temperature-dependent displacement of membrane lipids (Figure 4.9B). Many thermosensitive TRP channels also are gated by ligands and are used to detect chemical signals. For example, the same TRP channel (called TRPV1; see Figure 4.9A) that responds to temperatures above 40°C is also sensitive to capsaicin (the ingredient that makes chili peppers spicy; see Box 10A); this channel thus transduces two different types of physical stimuli into the sensation of “hot.” Thermosensitive TRP channels participate in numerous other functions, including pain sensation and inflammation (see Chapter 10).

کانال‌های حساس به دما و حساس به مکان

کانال‌های یونی دیگری نیز به انواع دیگر محرک‌ها، مانند گرما، پاسخ می‌دهند. کانال‌های یونی حساس به دما (شکل 4.9A)، از جمله برخی از اعضای خانواده ژن پتانسیل گیرنده گذرا (TRP)، در احساس درد و دمای بدن نقش دارند. این کانال‌های کاتیونی در پاسخ به محدوده‌های دمایی خاص باز می‌شوند و برخی از آنها به جای گرما، توسط دمای سرد فعال می‌شوند. در برخی موارد، دریچه کانال توسط مکانیسم منحصر به فردی بر اساس جابجایی وابسته به دما در لیپیدهای غشایی انجام می‌شود (شکل 4.9B). بسیاری از کانال‌های TRP حساس به دما نیز توسط لیگاندها دریچه‌دار می‌شوند و برای تشخیص سیگنال‌های شیمیایی استفاده می‌شوند. به عنوان مثال، همان کانال TRP (به نام TRPV1؛ به شکل 4.9A مراجعه کنید) که به دماهای بالاتر از 40 درجه سانتیگراد پاسخ می‌دهد، به کپسایسین (ماده‌ای که فلفل چیلی را تند می‌کند؛ به کادر 10A مراجعه کنید) نیز حساس است. بنابراین، این کانال دو نوع محرک فیزیکی مختلف را به احساس “داغ” تبدیل می‌کند. کانال‌های TRP حساس به دما در عملکردهای متعدد دیگری از جمله حس درد و التهاب نیز نقش دارند (به فصل 10 مراجعه کنید).

Still other ion channels, including certain TRP channels and Piezo channels, respond to mechanical distortion of the plasma membrane. These mechanosensitive channels (Figure 4.9C) are the critical components of stretch receptors and neuromuscular stretch reflexes (see Chapters 9, 16, and 17). A specialized form of these channels apparently enables hearing by allowing auditory hair cells to respond to sound waves (see Chapter 13). The trimeric structure of Piezo channels is somewhat unusual compared with that of most other ion channels. Though still possessing a central pore, Piezo channels have extracellular blade structures that apparently serve as levers to open the channel pore in response to mechanical stimuli (see Figure 4.9D).

کانال‌های یونی دیگری، از جمله کانال‌های TRP خاص و کانال‌های پیزو، به اعوجاج مکانیکی غشای پلاسما پاسخ می‌دهند. این کانال‌های حساس به مکان (شکل 4.9C) اجزای حیاتی گیرنده‌های کششی و رفلکس‌های کششی عصبی-عضلانی هستند (به فصل‌های 9، 16 و 17 مراجعه کنید). ظاهراً شکل تخصصی این کانال‌ها با اجازه دادن به سلول‌های مویی شنوایی برای پاسخ به امواج صوتی، شنوایی را ممکن می‌سازد (به فصل 13 مراجعه کنید). ساختار سه‌تایی کانال‌های پیزو در مقایسه با اکثر کانال‌های یونی دیگر تا حدودی غیرمعمول است. اگرچه کانال‌های پیزو هنوز دارای یک منفذ مرکزی هستند، اما دارای ساختارهای تیغه‌ای خارج سلولی هستند که ظاهراً به عنوان اهرم‌هایی برای باز کردن منفذ کانال در پاسخ به محرک‌های مکانیکی عمل می‌کنند (به شکل 4.9D مراجعه کنید).

In summary, a tremendous variety of ion channels allows neurons to generate electrical signals in response to a broad range of stimuli, including changes in membrane potential, synaptic input, intracellular second messengers, light, odors, heat, sound, touch, pressure, pH, and many other stimuli.

به طور خلاصه، تنوع بسیار زیاد کانال‌های یونی به نورون‌ها اجازه می‌دهد تا در پاسخ به طیف وسیعی از محرک‌ها، از جمله تغییرات در پتانسیل غشا، ورودی سیناپسی، پیام‌رسان‌های ثانویه درون سلولی، نور، بوها، گرما، صدا، لمس، فشار، pH و بسیاری از محرک‌های دیگر، سیگنال‌های الکتریکی تولید کنند.

FIGURE 4.9 Thermosensitive and mechanosensitive channels. (A) The TRPV1 channel responds to heat as well as to chemical signals such as capsaicin. This channel consists of four subunits, which form a central cation-selective pore. (B)Heat is thought to open the TRPV1 channel pore by displacing membrane lipids closely associated with the channel, leading to a structural rearrangement that opens channel gates (red). (C) Piezo, an example of a mechanosensitive channel, has a unique structure that includes three subunits and large blades on the extracellular side of the channel. (D) The Piezo channel pore is thought to open when mechanical force displaces the blades, leading to rearrangement of the structure of the rest of the channel. (A after Gao et al., 2016; B after Ge et al., 2015.)

شکل ۴.۹ کانال‌های حساس به دما و حساس به مکان. (الف) کانال TRPV1 به گرما و همچنین به سیگنال‌های شیمیایی مانند کپسایسین پاسخ می‌دهد. این کانال از چهار زیر واحد تشکیل شده است که یک منفذ مرکزی کاتیون‌گزین را تشکیل می‌دهند. (ب) تصور می‌شود که گرما با جابجایی لیپیدهای غشایی که از نزدیک با کانال مرتبط هستند، منفذ کانال TRPV1 را باز می‌کند و منجر به بازآرایی ساختاری می‌شود که دروازه‌های کانال را باز می‌کند (قرمز). (ج) پیزو، نمونه‌ای از یک کانال حساس به مکان، دارای ساختار منحصر به فردی است که شامل سه زیر واحد و تیغه‌های بزرگ در سمت خارج سلولی کانال است. (د) تصور می‌شود که منفذ کانال پیزو زمانی باز می‌شود که نیروی مکانیکی تیغه‌ها را جابجا کند و منجر به بازآرایی ساختار بقیه کانال شود. (الف پس از گائو و همکاران، 2016؛ ب پس از جی و همکاران، 2015.)

Active Transporters Create and Maintain Ion Gradients

Up to this point, the discussion of the molecular basis of electrical signaling has taken for granted the remarkable fact that nerve cells maintain ion concentration gradients across their surface membranes: none of the ions of physiological importance (Na⁺, K⁺, Cl^–, H⁺, and Ca²⁺) are in electrochemical equilibrium. Further, because channels produce electrical effects by allowing one or more of these ions to diffuse down their electrochemical gradients, there would be a gradual dissipation of these concentration gradients unless nerve cells could restore ions displaced during the current flow that occurs as a result of both neural signaling and the continual leakage of ions that occurs even at rest. The work of generating and maintaining concentration gradients for particular ions is carried out by plasma membrane proteins known as active transporters. These proteins are called active transporters because they must consume energy as they transport ions uphill against their electrochemical gradients.

انتقال‌دهنده‌های فعال، گرادیان‌های یونی را ایجاد و حفظ می‌کنند

تا این مرحله، بحث در مورد مبانی مولکولی سیگنالینگ الکتریکی، این واقعیت قابل توجه را بدیهی فرض کرده است که سلول‌های عصبی گرادیان‌های غلظت یون را در سراسر غشاهای سطحی خود حفظ می‌کنند: هیچ یک از یون‌های دارای اهمیت فیزیولوژیکی (⁺Na⁺، K⁺، Cl-، H و ⁺Ca²) در تعادل الکتروشیمیایی نیستند. علاوه بر این، از آنجا که کانال‌ها با اجازه دادن به یک یا چند مورد از این یون‌ها برای انتشار به سمت پایین گرادیان‌های الکتروشیمیایی خود، اثرات الکتریکی ایجاد می‌کنند، این گرادیان‌های غلظت به تدریج از بین می‌روند، مگر اینکه سلول‌های عصبی بتوانند یون‌های جابجا شده در طول جریان فعلی را که در نتیجه سیگنالینگ عصبی و نشت مداوم یون‌ها که حتی در حالت استراحت نیز رخ می‌دهد، بازیابی کنند. کار تولید و حفظ گرادیان‌های غلظت برای یون‌های خاص توسط پروتئین‌های غشای پلاسمایی که به عنوان انتقال‌دهنده‌های فعال شناخته می‌شوند، انجام می‌شود. این پروتئین‌ها، انتقال‌دهنده‌های فعال نامیده می‌شوند زیرا باید هنگام انتقال یون‌ها به سمت بالا در خلاف جهت گرادیان‌های الکتروشیمیایی خود، انرژی مصرف کنند.

Active transporters carry out their task by forming complexes with the ions they are translocating. The process of ion binding and unbinding during transport typically requires several milliseconds. As a result, ion translocation by active transporters is orders of magnitude slower than the diffusion of ions through channel pores (recall that a single ion channel can conduct thousands of ions across a membrane each millisecond). In short, active transporters gradually store energy in the form of ion concentration gradients, whereas the opening of ion channels rapidly dissipates this stored energy during relatively brief electrical signaling events. Although the specific jobs of active transporters are highly diverse, active transporters can be sorted into two main types on the basis of the source of energy used for ion movement: ATPase pumps and ion exchangers.

ناقل‌های فعال وظیفه خود را با تشکیل کمپلکس‌هایی با یون‌هایی که جابجا می‌کنند، انجام می‌دهند. فرآیند اتصال و باز شدن یون در طول انتقال معمولاً به چند میلی‌ثانیه زمان نیاز دارد. در نتیجه، انتقال یون توسط ناقل‌های فعال، چندین برابر کندتر از انتشار یون‌ها از طریق منافذ کانال است (به یاد داشته باشید که یک کانال یونی واحد می‌تواند هزاران یون را در هر میلی‌ثانیه از غشاء عبور دهد). به طور خلاصه، ناقل‌های فعال به تدریج انرژی را به شکل گرادیان غلظت یون ذخیره می‌کنند، در حالی که باز شدن کانال‌های یونی به سرعت این انرژی ذخیره شده را در طول رویدادهای سیگنالینگ الکتریکی نسبتاً کوتاه از بین می‌برد. اگرچه وظایف خاص ناقل‌های فعال بسیار متنوع است، ناقل‌های فعال را می‌توان بر اساس منبع انرژی مورد استفاده برای حرکت یون به دو نوع اصلی طبقه‌بندی کرد: پمپ‌های ATPase و مبدل‌های یونی.

ATPase Pumps

ATPase pumps acquire energy for ion translocation directly from the hydrolysis of ATP. The most prominent example of an ATPase pump is the Na⁺ pump (or more properly, the Na⁺/K⁺ ATPase pump), which is responsible for maintaining transmembrane concentration gradients for both Na⁺ and K⁺ (Figure 4.10A). The Na⁺ pump is a large integral membrane unit is responsible for ion translocation and spans the membrane ten times, with most of the molecule found on the cytoplasmic side, whereas the b subunit spans the membrane only once and is predominantly extracellular.

پمپ‌های ATPase

پمپ‌های ATPase انرژی لازم برای انتقال یون را مستقیماً از هیدرولیز ATP به دست می‌آورند. برجسته‌ترین نمونه پمپ ATPase، پمپ ⁺Na (یا به عبارت صحیح‌تر، پمپ Na⁺/K⁺ ATPase) است که مسئول حفظ شیب غلظت غشایی برای ⁺Na و ⁺K است (شکل 4.10A). پمپ ⁺Na یک واحد غشایی بزرگ و یکپارچه است که مسئول انتقال یون است و ده بار در طول غشا امتداد می‌یابد، که بیشتر مولکول در سمت سیتوپلاسمی یافت می‌شود، در حالی که زیر واحد b فقط یک بار در طول غشا امتداد می‌یابد و عمدتاً خارج سلولی است.

Ca²⁺ pumps are another class of ATPase pump (Figure 4.10B). Ca²⁺ pumps are an important mechanism for removing Ca²⁺ from cells. Two different types of Ca²⁺ pumps have been identified. One, called PMCA, is found on the plasma membrane; the other, termed SERCA, is used to store Ca²⁺ in the endoplasmic reticulum (see Chapter 7). The structure of SERCA (see Figure 4.10B) is remarkably similar to that of the Na⁺ pump, aside from having a binding site for Ca²⁺.

پمپ‌های ⁺Ca² دسته دیگری از پمپ‌های ATPase هستند (شکل 4.10B). پمپ‌های ⁺Ca² مکانیسم مهمی برای حذف ⁺Ca² از سلول‌ها هستند. دو نوع مختلف از پمپ‌های ⁺Ca² شناسایی شده‌اند. یکی به نام PMCA در غشای پلاسما یافت می‌شود؛ دیگری به نام SERCA برای ذخیره ⁺Ca² در شبکه آندوپلاسمی استفاده می‌شود (به فصل 7 مراجعه کنید). ساختار SERCA (به شکل 4.10B مراجعه کنید) به طور قابل توجهی شبیه به پمپ ⁺Na است، گذشته از اینکه دارای یک محل اتصال برای ⁺Ca² است.

FIGURE 4.10  Examples of ATPase pumps. (A) Structure of the Na⁺ pump. Domains responsible for nucleotide binding (NB), phosphorylation (P), and an actuator domain (AD) are evident. In this conformation, ADP occupies the NB domain of the pump, and two K⁺ (inside square) can be observed in the transmembrane domain. Activity of the pump leads to transfer of Na⁺ from inside to outside, and of K⁺ in the opposite direction. (B) Structure of the SERCA Ca²⁺ pump. Domains responsible for nucleotide binding (NB), phosphorylation (P), and ion translocation activity (TA) are indicated. Shown is the structure of the pump when bound to ADP; in this state, two Ca²⁺ (purple spheres within red circle) are sequestered within the membrane-spanning regions of the pump. Note the similarity between this structure and that of the Na⁺/ K⁺ pump shown in (A). (A after Shinoda et al., 2009; B after Toyoshima et al., 2004.)

شکل ۴.۱۰ نمونه‌هایی از پمپ‌های ATPase. (الف) ساختار پمپ ⁺N^a. دامنه‌های مسئول اتصال نوکلئوتید (NB)، فسفوریلاسیون (P) و یک دامنه محرک (AD) مشهود هستند. در این ترکیب، ADP دامنه NB پمپ را اشغال می‌کند و دو ⁺K (مربع داخلی) را می‌توان در دامنه غشایی مشاهده کرد. فعالیت پمپ منجر به انتقال ⁺Na از داخل به خارج و ⁺K در جهت مخالف می‌شود. (ب) ساختار پمپ ⁺SERCA Ca². دامنه‌های مسئول اتصال نوکلئوتید (NB)، فسفوریلاسیون (P) و فعالیت انتقال یون (TA) نشان داده شده‌اند. ساختار پمپ هنگام اتصال به ADP نشان داده شده است. در این حالت، دو ⁺Ca² (کره‌های بنفش درون دایره قرمز) در نواحی غشایی پمپ محصور شده‌اند. به شباهت بین این ساختار و ساختار پمپ Na⁺/K نشان داده شده در (الف) توجه کنید. (الف) برگرفته از شینودا و همکاران، ۲۰۰۹؛ ب) برگرفته از تویوشیما و همکاران، ۲۰۰۴.)

The crucial importance of the Na⁺ pump for brain function is evident from the fact that this transporter accounts for up to two-thirds of the brain’s total energy consumption. The Na⁺ pump of neurons was first discovered in the 1950s, when Richard Keynes at Cambridge University used radioactive Na⁺ to demonstrate the energy-dependent efflux of Na⁺ from squid giant axons. Keynes and his collaborators found that this efflux ceased when the axon’s supply of ATP was interrupted by treatment with metabolic poisons (Figure 4.11, point 4). Other conditions that lowered intracellular ATP also prevented Na⁺ efflux, proving that removal of intracellular Na⁺ requires cellular metabolism.

اهمیت حیاتی پمپ ⁺Na برای عملکرد مغز از این واقعیت آشکار می‌شود که این ناقل تا دو سوم کل مصرف انرژی مغز را تشکیل می‌دهد. پمپ ⁺Na نورون‌ها اولین بار در دهه 1950 کشف شد، زمانی که ریچارد کینز در دانشگاه کمبریج از ⁺Na رادیواکتیو برای نشان دادن خروج وابسته به انرژی ⁺Na از آکسون‌های غول‌پیکر ماهی مرکب استفاده کرد. کینز و همکارانش دریافتند که این خروج هنگامی متوقف می‌شود که تأمین ATP آکسون با درمان با سموم متابولیک قطع شود (شکل 4.11، نکته 4). سایر شرایطی که ATP درون سلولی را کاهش می‌دهند نیز از خروج ⁺Na جلوگیری می‌کنند، که ثابت می‌کند حذف ⁺Na درون سلولی نیاز به متابولیسم سلولی دارد.

Further studies with radioactive K⁺ demonstrated that Na⁺ efflux is associated with the simultaneous ATP-dependent influx of K⁺. These energy-dependent movements of Na⁺ and K⁺ generate transmembrane gradients for both ions. The opposing fluxes of Na⁺ and K⁺ are operationally inseparable—removal of external K⁺ greatly reduces Na⁺ efflux (see Figure 4.11, point 2), and vice versa. Subsequent work by Jens Christian Skou in Denmark established that these fluxes of Na⁺ and K⁺ are due to an ATP-hydrolyzing Na⁺/ K⁺ pump. Quantitative studies indicate that Na⁺ and K⁺ are not pumped at identical rates: The rate of K⁺ influx is only about two-thirds that of Na⁺ efflux, indicating that the pump transports 2 K⁺ into the cell for every 3 Na⁺ that are removed.

مطالعات بیشتر با ⁺K رادیواکتیو نشان داد که خروج ⁺Na با ورود همزمان ⁺K وابسته به ATP مرتبط است. این حرکات وابسته به انرژی ⁺Na و ⁺K باعث ایجاد گرادیان‌های غشایی برای هر دو یون می‌شوند. جریان‌های مخالف ⁺Na و ⁺K از نظر عملیاتی جدایی‌ناپذیر هستند – حذف ⁺K خارجی، خروج ⁺Na را به میزان زیادی کاهش می‌دهد (به شکل 4.11، نکته 2 مراجعه کنید) و برعکس. کار بعدی توسط ینس کریستین اسکو در دانمارک ثابت کرد که این جریان‌های ⁺Na و ⁺K به دلیل پمپ ⁺Na⁺/K هیدرولیزکننده ATP هستند. مطالعات کمی نشان می‌دهد که ⁺Na و⁺K با سرعت‌های یکسانی پمپ نمی‌شوند: سرعت ورود ⁺K فقط حدود دو سوم خروج ⁺Na است، که نشان می‌دهد این پمپ به ازای هر 3 ⁺Na که حذف می‌شود، 2 ⁺K را به سلول منتقل می‌کند.

FIGURE 4.11 Ion movements due to the Na⁺ pump. Measurement of radioactive Na⁺ efflux from a squid giant axon. This efflux depends on external K⁺ and intracellular ATP. (After Hodgkin and Keynes, 1955.)

شکل ۴.۱۱ حرکات یون‌ها به دلیل پمپ ⁺Na. اندازه‌گیری جریان ⁺Na رادیواکتیو از آکسون غول‌پیکر ماهی مرکب. این جریان به ⁺K خارجی و ATP درون سلولی بستگی دارد. (به نقل از هاجکین و کینز، ۱۹۵۵.)

The Na⁺ pump is thought to alternately shuttle Na⁺ and K⁺ across the membranes in a cycle fueled by binding of ATP and transfer of a phosphate group from ATP to the pump (Figure 4.12A). ATP binding promotes binding of intracellular Na⁺ and release of K⁺, while pump phosphorylation leads to extracellular release of Na⁺ and binding of K⁺. In between these two states of ion translocation are occluded states that prevent leakage of ions in the reverse direction, with subsequent hydrolysis of ATP leading to dissociation of ADP, which toggles the pump between accumulating intracellular K⁺ and removing intracellular Na⁺. While the precise mechanism of ion translocation is still being elucidated, many of the structuresinvolved have been identified (Figure 4.12B). Na⁺ and K⁺ alternately bind to sites in the interior of the pump, within the transmembrane domain of the a subunit. A nucleotide-binding domain is responsible for binding ATP, with hydrolysis of ATP transferring a phosphate onto a phosphorylation domain that subsequently changes the location of an actuator domain thought to regulate ion binding to the pump (see Figure 4.12B). This ATP-dependent structural rearrangement explains how the pump is able to move Na⁺ and K⁺ uphill, against their steep electrochemical gradients. Very similar structural changes are also thought to be involved in removal of cytoplasmic Ca²⁺ by the SERCA Ca²⁺ pump.

تصور می‌شود که پمپ ⁺Na به طور متناوب ⁺Na و ⁺K را در چرخه‌ای که با اتصال ATP و انتقال یک گروه فسفات از ATP به پمپ تغذیه می‌شود، از غشاها عبور می‌دهد (شکل 4.12A). اتصال ATP باعث اتصال ⁺Na درون سلولی و آزادسازی ⁺K می‌شود، در حالی که فسفوریلاسیون پمپ منجر به آزادسازی خارج سلولی ⁺Na و اتصال ⁺K می‌شود. در بین این دو حالت انتقال یون، حالت‌های انسداد وجود دارد که از نشت یون‌ها در جهت معکوس جلوگیری می‌کند و هیدرولیز بعدی ATP منجر به تفکیک ADP می‌شود که پمپ را بین تجمع ⁺K درون سلولی و حذف ⁺Na درون سلولی تغییر می‌دهد. در حالی که مکانیسم دقیق انتقال یون هنوز در حال روشن شدن است، بسیاری از ساختارهای درگیر شناسایی شده‌اند (شکل 4.12B). ⁺Na و ⁺K به طور متناوب به مکان‌هایی در داخل پمپ، در دامنه غشایی زیر واحد α، متصل می‌شوند. یک دامنه اتصال نوکلئوتیدی مسئول اتصال ATP است، که با هیدرولیز ATP، یک فسفات به یک دامنه فسفوریلاسیون منتقل می‌شود که متعاقباً محل یک دامنه محرک را تغییر می‌دهد که تصور می‌شود اتصال یون به پمپ را تنظیم می‌کند (شکل 4.12B را ببینید). این بازآرایی ساختاری وابسته به ATP توضیح می‌دهد که چگونه پمپ قادر است ⁺Na و ⁺K را در خلاف جهت شیب الکتروشیمیایی تند آنها به سمت بالا حرکت دهد. همچنین تصور می‌شود تغییرات ساختاری بسیار مشابهی در حذف ⁺Ca² سیتوپلاسمی توسط پمپ ⁺SERCA Ca² نقش دارند.

FIGURE 4.12 Translocation of Na⁺ and K⁺ by the Na⁺ pump. (A) A model for the movement of ions by the Na⁺ pump. Uphill movements of Na⁺ and K⁺ are driven by binding and hydrolysis of ATP, which phosphorylates the pump (indicated by P). These ion fluxes are asymmetrical, with 3 Na⁺ carried out for every 2 K⁺ brought in. (B) Comparison of structure of the Na+ pump in Na⁺-bound state (left), corresponding to step 2 in (A), and K⁺-bound (right) state, corresponding to step 4. Changes in location of phosphorylation (P), nucleotide binding (NB), and activator (AD) domains (arrows) are associated with switch between Na⁺-bound and K⁺-bound conformations. (A after Lingrel et al., 1994; B after Nyblom et al., 2013.)

شکل ۴.۱۲ انتقال ⁺Na و ⁺K توسط پمپ ⁺Na. (الف) مدلی برای حرکت یون‌ها توسط پمپ ⁺Na. حرکات صعودی ⁺Na و ⁺K توسط اتصال و هیدرولیز ATP هدایت می‌شوند که پمپ را فسفریله می‌کند (با P نشان داده شده است). این شارهای یونی نامتقارن هستند و به ازای هر 2 ⁺K وارد شده، 3 ⁺Na انجام می‌شود. (ب) مقایسه ساختار پمپ ⁺Na در حالت متصل به ⁺Na (چپ)، مربوط به مرحله 2 در (الف)، و حالت متصل به ⁺K (راست)، مربوط به مرحله 4. تغییرات در محل فسفوریلاسیون (P)، اتصال نوکلئوتید (NB) و دامنه‌های فعال‌کننده (AD) (فلش‌ها) با تغییر بین صورت‌بندی‌های متصل به ⁺Na و متصل به ⁺K مرتبط هستند. (الف برگرفته از Lingrel و همکاران، 1994؛ ب برگرفته از Nyblom و همکاران، 2013.)

Ion Exchangers

The second class of active transporter does not use ATP directly but instead uses the electrochemical gradients of other ions as an energy source. Such ion exchangers carry one or more ions up their electrochemical gradient while simultaneously taking another ion (most often Na⁺) down its gradient. These transporters can be further subdivided into two types according to the direction of ion movement. As their name implies, antiporters exchange intracellular and extracellular ions. An example of an antiporter is the Na⁺/Ca²⁺ exchanger, which shares with the Ca²⁺ pump the important job of keeping intracellular Ca²⁺ concentrations low (Figure 4.13A). Another antiporter, the Na⁺/H⁺ exchanger, regulates intracellular pH (Figure 4.13B). Ion exchangers of the second type, the co-transporters, work by carrying multiple ions in the same direction. Two such co-transporters regulate intracellular Cl^– concentration by translocating Cl^– along with extracellular Na⁺ and/or K⁺; these are the Na⁺/K⁺/Cl^– co-transporter, which transports Cl^– along with Na⁺ and K⁺ into cells (Figure 4.13C), and the K⁺/Cl^– co-transporter, which removes intracellular Cl^– (Figure 4.13D) As you will see in Chapter 6, neurotransmitters are transported into synaptic terminals and glial cells via other co-transporters (Figure 4.13E). Although the electrochemical gradient of Na⁺ (or other counter-ions) is the proximate source of energy for both ion exchangers and co-transporters, these gradients ultimately depend on the hydrolysis of ATP by ATPase pumps such as the Na⁺ pump.

تبادل‌کننده‌های یونی

دسته دوم انتقال‌دهنده‌های فعال مستقیماً از ATP استفاده نمی‌کنند، بلکه از گرادیان‌های الکتروشیمیایی یون‌های دیگر به عنوان منبع انرژی استفاده می‌کنند. چنین تبادل‌کننده‌های یونی یک یا چند یون را به سمت بالای گرادیان الکتروشیمیایی خود حمل می‌کنند و همزمان یون دیگری (اغلب ⁺Na) را به سمت پایین گرادیان خود می‌برند. این انتقال‌دهنده‌ها را می‌توان بر اساس جهت حرکت یون به دو نوع دیگر تقسیم کرد. همانطور که از نامشان پیداست، آنتی‌پورترها یون‌های درون سلولی و خارج سلولی را تبادل می‌کنند. نمونه‌ای از یک آنتی‌پورترها، مبدل ⁺Na⁺/Ca² است که با پمپ ⁺Ca² وظیفه مهم پایین نگه داشتن غلظت ⁺Ca² درون سلولی را به اشتراک می‌گذارد (شکل 4.13A). آنتی‌پورترهای دیگر، مبدل Na⁺/H⁺، pH درون سلولی را تنظیم می‌کنند (شکل 4.13B). تبادل‌کننده‌های یونی از نوع دوم، کو-ترانسپورترها، با حمل چندین یون در یک جهت کار می‌کنند. دو کو-ترانسپورت از این نوع، غلظت -Cl درون سلولی را با انتقال -Cl به همراه ⁺Na و/یا ⁺K خارج سلولی تنظیم می‌کنند. اینها شامل کو-ترانسپورتر –Na⁺/K⁺/Cl هستند که -Cl را به همراه ⁺Na و ⁺K به سلول‌ها منتقل می‌کند (شکل 4.13C) و کو-ترانسپورتر –K⁺/Cl که -Cl را درون سلولی حذف می‌کند (شکل 4.13D). همانطور که در فصل 6 خواهید دید، انتقال‌دهنده‌های عصبی از طریق سایر کو-ترانسپورترها به پایانه‌های سیناپسی و سلول‌های گلیال منتقل می‌شوند (شکل 4.13E). اگرچه گرادیان الکتروشیمیایی ⁺Na (یا سایر یون‌های مخالف) منبع تقریبی انرژی برای هر دو مبدل‌های یونی و کو-ترانسپورترها است، اما این گرادیان‌ها در نهایت به هیدرولیز ATP توسط پمپ‌های ATPase مانند پمپ ⁺Na بستگی دارند.

FIGURE 4.13 Examples of ion exchangers. Ion exchangers use the electrochemical gradients of co-transported ions as a source of energy. These exchangers can be further subdivided into antiporters that swap ions on the two sides of the membrane (A,B) and co-transporters that carry multiple ions in the same direction (C–E)

شکل ۴.۱۳ نمونه‌هایی از مبدل‌های یونی. مبدل‌های یونی از گرادیان‌های الکتروشیمیایی یون‌های هم-انتقال به عنوان منبع انرژی استفاده می‌کنند. این مبدل‌ها را می‌توان به آنتی‌پورترهایی که یون‌ها را در دو طرف غشاء مبادله می‌کنند (A، B) و هم-انتقال‌دهنده‌هایی که چندین یون را در یک جهت حمل می‌کنند (C-E) تقسیم کرد.

Summary

Ion channels and active transporters have complementary functions. The primary purpose of transporters is to generate transmembrane concentration gradients, which are then exploited by ion channels to generate electrical signals. The flow of ions through single open channels can be detected as tiny electrical currents, and the synchronous opening of many channels generates the macroscopic currents that produce action potentials and other electrical signals. A large number of ion channel genes creates channels with a correspondingly wide range of functional characteristics, thus allowing different types of neurons to have a remarkable spectrum of electrical properties. Voltage-gated ion channels are responsible for the voltage-dependent conductances that underlie the action potential. These channels are integral membrane proteinsthat open or close ion-selective pores in response to the membrane potential, allowing specific ions to diffuse across the membrane. Voltage-gated channels have highly conserved structures that are responsible for features such as ion permeation and voltage sensing, as well as the features that specify ion selectivity and sensitivity to neurotoxins. Other types of channels have specialized structures that enable detection of chemical signals, such as neurotransmitters or second messengers, or other types of signals such as heat or mechanical distortion of the plasma membrane. Active transporter proteins are quite different from ion channels because they move ions against a concentration gradient. The energy required for ion translocation is provided either by the hydrolysis of ATP or by the electrochemical gradient of other ions, such as Na⁺. The Na⁺ pump produces and maintains the transmembrane gradients of Na⁺ and K⁺ by ATP-dependent phosphorylation of the pump, which causes structural changes that enable ion movement. Other transporters, both ATPase pumps and co-transporters, are responsible for the electrochemical gradients for other physiologically important ions, including Cl^–, Ca²⁺, and H⁺. Together, transporters and channels provide a comprehensive and satisfying molecular explanation for the ability of neurons to generate electrical signals.

خلاصه

کانال‌های یونی و ناقل‌های فعال عملکردهای مکمل دارند. هدف اصلی ناقل‌ها ایجاد گرادیان‌های غلظت غشایی است که سپس توسط کانال‌های یونی برای تولید سیگنال‌های الکتریکی مورد استفاده قرار می‌گیرند. جریان یون‌ها از طریق کانال‌های باز منفرد می‌تواند به عنوان جریان‌های الکتریکی کوچک تشخیص داده شود و باز شدن همزمان بسیاری از کانال‌ها، جریان‌های ماکروسکوپی ایجاد می‌کند که پتانسیل‌های عمل و سایر سیگنال‌های الکتریکی را تولید می‌کنند. تعداد زیادی از ژن‌های کانال یونی، کانال‌هایی با طیف وسیعی از ویژگی‌های عملکردی ایجاد می‌کنند، بنابراین به انواع مختلف نورون‌ها اجازه می‌دهند طیف قابل توجهی از خواص الکتریکی داشته باشند. کانال‌های یونی وابسته به ولتاژ مسئول رسانایی‌های وابسته به ولتاژ هستند که زیربنای پتانسیل عمل هستند. این کانال‌ها پروتئین‌های غشایی جدایی‌ناپذیری هستند که منافذ انتخابی یونی را در پاسخ به پتانسیل غشا باز یا بسته می‌کنند و به یون‌های خاص اجازه می‌دهند تا در سراسر غشا پخش شوند. کانال‌های وابسته به ولتاژ دارای ساختارهای بسیار حفاظت‌شده‌ای هستند که مسئول ویژگی‌هایی مانند نفوذ یون و حسگری ولتاژ و همچنین ویژگی‌هایی هستند که انتخاب‌پذیری یون و حساسیت به نوروتوکسین‌ها را مشخص می‌کنند. انواع دیگر کانال‌ها دارای ساختارهای تخصصی هستند که امکان تشخیص سیگنال‌های شیمیایی مانند انتقال‌دهنده‌های عصبی یا پیام‌رسان‌های ثانویه یا انواع دیگر سیگنال‌ها مانند گرما یا اعوجاج مکانیکی غشای پلاسما را فراهم می‌کنند. پروتئین‌های ناقل فعال کاملاً با کانال‌های یونی متفاوت هستند زیرا یون‌ها را در خلاف جهت گرادیان غلظت حرکت می‌دهند. انرژی مورد نیاز برای جابجایی یون یا توسط هیدرولیز ATP یا توسط گرادیان الکتروشیمیایی یون‌های دیگر مانند ⁺Na تأمین می‌شود. پمپ ⁺Na گرادیان‌های غشایی ⁺Na و ⁺K را با فسفوریلاسیون وابسته به ATP پمپ تولید و حفظ می‌کند، که باعث تغییرات ساختاری می‌شود که حرکت یون را ممکن می‌سازد. سایر ناقل‌ها، هم پمپ‌های ATPase و هم ناقل‌های کمکی، مسئول گرادیان‌های الکتروشیمیایی برای سایر یون‌های مهم فیزیولوژیکی، از جمله ⁺Cl-، Ca² و H⁺ هستند. ناقل‌ها و کانال‌ها در کنار هم، توضیح مولکولی جامع و رضایت‌بخشی برای توانایی نورون‌ها در تولید سیگنال‌های الکتریکی ارائه می‌دهند.

ADDITIONAL READING